EP1480682A1 - Kopplung von proteinen an ein modifiziertes polysaccharid - Google Patents

Kopplung von proteinen an ein modifiziertes polysaccharid

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Publication number
EP1480682A1
EP1480682A1 EP03743359A EP03743359A EP1480682A1 EP 1480682 A1 EP1480682 A1 EP 1480682A1 EP 03743359 A EP03743359 A EP 03743359A EP 03743359 A EP03743359 A EP 03743359A EP 1480682 A1 EP1480682 A1 EP 1480682A1
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
protein
hydroxyalkyl starch
group
reaction
solution
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP03743359A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Jürgen Hemberger
Michele Orlando
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Fresenius Kabi Deutschland GmbH
Original Assignee
Fresenius Kabi Deutschland GmbH
Biotechnologie Gesellschaft Mittelhessen mbH
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Fresenius Kabi Deutschland GmbH, Biotechnologie Gesellschaft Mittelhessen mbH filed Critical Fresenius Kabi Deutschland GmbH
Publication of EP1480682A1 publication Critical patent/EP1480682A1/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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    • C08B31/18—Oxidised starch
    • C08B31/185—Derivatives of oxidised starch, e.g. crosslinked oxidised starch
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K2/00—Peptides of undefined number of amino acids; Derivatives thereof
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    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
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    • A61K38/16—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
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    • C08—ORGANIC MACROMOLECULAR COMPOUNDS; THEIR PREPARATION OR CHEMICAL WORKING-UP; COMPOSITIONS BASED THEREON
    • C08H—DERIVATIVES OF NATURAL MACROMOLECULAR COMPOUNDS
    • C08H1/00—Macromolecular products derived from proteins

Definitions

  • Solubility problems also occur very frequently in the expression of glycoproteins in prokaryotic systems such as E. coli, since these are then expressed without natural glycosylation, which in some cases results in a considerably reduced solubility. This may require the use of much more expensive eukaryotic expression systems.
  • proteins When used therapeutically in the body, many proteins are quickly removed from the bloodstream or broken down.
  • Systemically applied proteins with a molecular weight of more than about 70 kD can be withdrawn from the circulation by the reticuloendothelial system or specific interactions with cellular receptors.
  • Smaller proteins with a molecular weight of less than about 70 kD can also be removed to a large extent by glomerular filtration in the kidney (cut-off limit about 70 kD).
  • a recent approach to remedying the problems described has been to couple such problematic proteins with readily water-soluble biocompatible polymers, such as, for example, polyethylene glycol and dextran.
  • the coupling allows the molecular weight to be increased beyond the threshold of 70 kD, so that the plasma residence time of smaller proteins is drastic can be increased, on the other hand, the solubility in the aqueous environment can be improved by the hydrophilic polymer content.
  • Dextran couplings have only been described for a few proteins, e.g. Streptokinase, plasmin, hemoglobin or aprotinin.
  • dextran conjugates often show high allergenicity, presumably caused by degradation products of dextran, low metabolic stability and in many cases low yields in the coupling reactions. As a result, none of these dextran coupling products has been approved for therapeutic use in humans or animals.
  • Phase III contains PEG hemoglobin and a PEG adduct of superoxide dismutase (SOD), which is the best-studied protein in terms of polymer coupling.
  • SOD superoxide dismutase
  • WO 99/49897 describes conjugates of hemoglobin which are formed by reacting the aldehyde groups of oxidatively ring-opened polysaccharides such as hydroxyethyl starch or dextran with primary amine groups of the protein.
  • the polysaccharides used act as polyfunctional reagents, which result in a very heterogeneous product mixture with properties that are difficult to adjust.
  • the object of the invention is therefore to provide such alternatives and to develop simple and efficient methods for producing such alternative protein derivatives.
  • hydroxyalkyl starch-protein conjugates which are characterized in that the binding interaction between the hydroxyalkyl starch molecule and the protein is based on a covalent bond, which is the result of a coupling reaction between the terminal aldehyde group or a functional group of the hydroxyalkyl starch molecule resulting from this aldehyde group by chemical reaction and a functional group of the hydroxyalkyl starch molecule reactive with this aldehyde group or resulting therefrom Is protein, and the bond resulting directly from the coupling reaction can optionally be modified by a further reaction to form the above-mentioned covalent bond.
  • the invention further encompasses pharmaceutical compositions containing these conjugates, the use of these conjugates and compositions for the prophylactic or therapeutic treatment of the human or animal body, and methods for producing these conjugates and compositions.
  • the aqueous reaction medium for the coupling reaction is preferably water or a mixture of water and an organic solvent, the water content in the mixture being at least about 70% by weight, preferably at least about 80% by weight, more preferably at least about 90% by weight. -%.
  • the molar ratio of hydroxyalkyl starch (HAS) to protein in the coupling reaction is usually about 20: 1 to 1: 1, preferably about 5: 1 to 1: 1.
  • the residual biological activity of the hydroxyalkyl starch-protein conjugates according to the invention is generally at least 40%, preferably at least 50%, more preferably at least 70%, more preferably at least 90%, most preferably at least 95%.
  • the hydroxyalkyl starch (HAS) used according to the invention can be prepared using a known method, for example hydroxyalkylation of starch at the C 2 - and / or C 6 ⁇ position of the anhydroglucose units with alkylene oxide or 2-chloroalkanol, for example 2-chloroethanol (see, for example, US 5,218,108 for Hydroxyethylation of starch), with various desired molecular weight ranges and degrees of substitution.
  • alkyl grouping in "hydroxyalkyl starch” as used here includes methyl, ethyl, isopropyl and n-propyl, with ethyl being particularly preferred.
  • HES major advantage of the HES is that it is already officially approved as a biocompatible plasma expander and in clinically.
  • the average molecular weight of the hydroxyalkyl starch can range from about 3 kD to several million Daltons, preferably from about 4 kD to about 1000 kD, more preferably from about 4 kD to about 50 kD, or from about 70 kD to about 1000 kD preferably about 130 kD.
  • the average molecular weight of the hydroxyalkyl starch is preferably chosen so that the above-mentioned threshold of 70 kD for the conjugates is exceeded, while for the coupling to large proteins the molecular weight of the hydroxyalkyl starch will preferably be in the lower range of the spectrum mentioned , Since coupling at several sites of a protein is possible, it may also be advantageous to couple several small polymer chains instead of one high molecular one.
  • the degree of substitution (ratio of the number of modified anhydroglucose units to the number of total anhydroglucose units) can also vary and will often range from about 0.2 to 0.8, preferably about 0.3 to 0.7, more preferably about 0.5 , (Note: The numbers refer to the "Degree of Substitution", which is between 0 and 1).
  • the ratio of C 2 to C 6 substitution is usually in the range from 4 to 16, preferably in the range from 8 to 12.
  • HES hydroxyethyl starch
  • Hydroxyethyl starch preparations with an average molecular weight of 130 kD and a degree of substitution of 0.5 or with an average molecular weight of 200 kD and a degree of substitution of 0.25 have already been used clinically as blood substitutes and are also suitable for use in the present invention .
  • any protein which has the required functional group e.g. has a free amino group, thiol group or carboxyl group for reaction with the functional group of the HAS molecule.
  • the protein can also be reacted with a suitable, physiologically compatible, bifunctional linker molecule.
  • the remaining reactive functional group of the coupled linker molecule is then also regarded as “reactive functional group of the protein” for the purposes of the present invention.
  • Suitable linker molecules contain at one end a group which can form a covalent bond with a reactive functional group of the protein, for example an amino, thiol or carboxyl group, and at the other end a group which is through with the terminal aldehyde group or one of them chemical reaction resulting functional group, for example a carboxyl group, activated carboxyl group, amino or thiol group, can enter into a covalent bond.
  • a reactive functional group of the protein for example an amino, thiol or carboxyl group
  • a group which is through with the terminal aldehyde group or one of them chemical reaction resulting functional group for example a carboxyl group, activated carboxyl group, amino or thiol group
  • a suitable biologically compatible bridge molecule Length for example a group derived from an alkane, an (oligo) alkylene glycol group or another suitable oligomer group.
  • Preferred groups which can react with amino groups are, for example, N-hydroxysuccinimide esters, sulfo-N-hydroxysuccinimide esters, imido esters and other activated carboxyl groups; preferred groups that can react with thiol groups are, for example, maleimide and carboxyl groups; preferred groups which can react with aldehyde or carboxyl groups are, for example, amino or thiol groups.
  • linker molecules for linking SH and NH functions are:
  • AMAS N- ⁇ (maleimidoacetoxy) succinimide ester
  • BMPS N-ß (Maleimidopropyloxy) succinimide ester
  • linker molecules for linking SH and SH functions are:
  • BM (PEO) 4 (1.11-bis-maleimidotetraethylene glycol).
  • linker molecules for linking NH and NH functions are: BSOCOES (bis (2- (succinimidyloxycarbonyloxy) ethyl) sulfone BS 3 (bis (sulfosuccinimidyl) suberate)
  • EGS ethylene glycol bis (succinimidyl succinate)
  • linker molecules for linking SH and CHO functions are:
  • BMPH N- (ß-maleimidopropionic acid) hydrazide TFA
  • PDPH (3- (2-pyridyldithio) propionylhydrazide).
  • An exemplary linker molecule for linking SH and OH functions is PMPI (N- (p-maleimidophenyl) isocyanate).
  • BMPA N-ß-maleimidopropionic acid
  • linker molecules for converting an NH function into a COOH function are MSA (methyl-N-succinimidyl adipate) or longer-chain homologs thereof or corresponding derivatives of ethylene glycol.
  • linker molecules for converting a COOH function into an NH function are DAB (1,4-diaminobutane) or longer-chain homologs thereof or corresponding derivatives of ethylene glycol.
  • TFCS N- ⁇ (trifluoroacetylcaproyloxy) succinimide ester
  • linker molecules are known to those skilled in the art and are commercially available or can be designed as required and depending on the available and desired functional groups of the HAS and the protein to be coupled and can be prepared by known processes.
  • protein for the purposes of the present invention is intended to include any amino acid sequence which comprises at least 9-12 amino acids, preferably at least 15 amino acids, more preferably at least 25 amino acids, particularly preferably at least 50 amino acids, and also natural derivatives, for example pre- or pro Forms, glycoproteins, phosphoproteins, or synthetic modified derivatives, eg fusion proteins, neoglycoproteins, or proteins modified by genetic engineering processes, eg fusion proteins, proteins with amino acid exchanges for introducing preferred coupling sites.
  • the protein in question will perform a certain desired function in the body.
  • the protein therefore preferably has e.g. a regulatory or catalytic function, a signaling or transport function or a function in the immune response or triggering an immune response.
  • the protein can, for example, be selected from the group consisting of enzymes, antibodies, antigens, transport proteins, bioadhesion proteins, hormones, growth factors, cytokines, receptors, suppressors, activators, inhibitors or a functional derivative or fragment thereof.
  • “Functional derivative or fragment” in this context means a derivative or fragment that wholly or partly, for example, at least 10-30%, more preferably more than 50%, even more preferably more than 70%, of a desired biological property or activity of the parent molecule. , most preferably more than 90% ",
  • PCT / EP03 / 02083 10 has.
  • Antibody fragments are particularly preferred examples of such a fragment.
  • ⁇ -, ⁇ - or ⁇ -interferon interleukins, e.g. IL-1 to IL-18, growth factors, e.g. epidermal growth factor (EGF), platelet growth factor (PDGF), fibroblast growth factor (FGF), brain-derived growth factor (BDGF), nerve growth factor (NGF), B-cell growth factor (BCGF), brain-derived neurotrophic growth factor (BDNF), ciliary neurotrophic factor (CNTF), transforming growth factors, e.g. B.
  • EGF epidermal growth factor
  • PDGF platelet growth factor
  • FGF fibroblast growth factor
  • BDGF brain-derived growth factor
  • NGF nerve growth factor
  • B-cell growth factor BCGF
  • BDNF brain-derived neurotrophic growth factor
  • CNTF ciliary neurotrophic factor
  • transforming growth factors e.g. B.
  • TGF- ⁇ or TGF-ß colony-stimulating factors (CSF), for example GM-CSF, G-CSF, BMP ("bone morphogenic proteins"), growth hormones, for example human growth hormone, tumor necrosis factors, for example TNF- ⁇ or TNF-ß, somatostatin, somatotropin, somatomedine, serum proteins, e.g. the coagulation factors II-XIII, albumin, erythropoietin, myoglobin, hemoglobin, plasminogen activators, e.g. tissue plasminogen activator, hormones or prohormones, e.g.
  • hypothalamic hormones e.g. antidiuretic hormones (ADH) and oxytocin, as well as liberins and statins, parathyroid hormone, thyroid hormones, e.g.
  • GLP-1 GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1, GLP-1
  • exendin-4 leptin, vasopressin, gastrin, secretin, integrins, glycoprotein hormones (e.g. LH, FSH etc.), pigment hormones, lipoproteins and apo-lipoproteins, e.g.
  • apo-B, apo-E, apo-L a Immunoglobulins, eg IgG, IgE, IgM, IgA, IgD or he a fragment thereof, hirudin, "tissue pathway" inhibitor, plant proteins, for example lectin or ricin, bee venom, snake venom, immunotoxins, antigen E, butroxobina, alpha-proteinase inhibitor, ragweed allergen, melanin, oligolysin proteins, RGD Proteins or, if appropriate, corresponding receptors for one of these proteins; or a functional derivative or fragment of one of these proteins or receptors.
  • tissue pathway plant proteins, for example lectin or ricin, bee venom, snake venom, immunotoxins, antigen E, butroxobina, alpha-proteinase inhibitor, ragweed allergen, melanin, oligolysin proteins, RGD Proteins or, if appropriate, corresponding receptors for one of these proteins; or
  • Suitable enzymes can be selected, for example, from the groups of carbohydrate-specific enzymes, proteolytic enzymes, oxidases, oxidoreductases, transferases, hydrolases, lyases, isomerases, kinases and ligases.
  • non-limiting examples are asparaginase, arginase, arginine deaminase, Adenosine deaminase, glutaminase, glutaminase-asparaginase, phenylalanine ammonium lyase, tryptophanase, tyrosinase, superoxide dismutase, an endotoxinase, a catalase, peroxidase, kallikrein, trypsin, chymotrypsin, elastase, thermolysin, a lipase, phosphinase, a uriclase, a uriclase Bilirubin oxidase, a glucose oxidase, glucodase, gluconate oxidase, galactosidase, glucocerebrosidase, glucuronidase, hyaluronidase
  • the functional group of the HAS molecule involved in the coupling reaction is the terminal aldehyde group or a group resulting therefrom by chemical reaction.
  • Such a chemical reaction is the selective oxidation of this aldehyde group with a gentle oxidizing agent, e.g. iodine, bromine or some metal ions, or also by means of electrochemical oxidation to a carboxyl group or activated carboxyl group, e.g. an ester, lactone, amide, the carboxyl group optionally being converted into the activated derivative in a second reaction.
  • a gentle oxidizing agent e.g. iodine, bromine or some metal ions
  • electrochemical oxidation to a carboxyl group or activated carboxyl group, e.g. an ester, lactone, amide, the carboxyl group optionally being converted into the activated derivative in a second reaction.
  • This carboxyl group or activated carboxyl group can then be coupled to a primary amino or thiol group of the protein to form an amide bond or thioester bond.
  • this aldehyde group is selectively oxidized with a molar excess of iodine, preferably in a molar ratio of iodine to HAS of 2: 1 to 20: 1, particularly preferably about 5: 1 to 6: 1, in aqueous basic solution.
  • a molar excess of iodine preferably in a molar ratio of iodine to HAS of 2: 1 to 20: 1, particularly preferably about 5: 1 to 6: 1, in aqueous basic solution.
  • an aqueous NaOH solution in a molar concentration that is about 5-15 times, preferably about 10 times, the iodine solution is slowly added dropwise at intervals of several minutes to the reaction solution until the solution starts after the addition PT / EP03 / 02083
  • the selective oxidation with alkaline stabilized solutions of metal ions for example Cu ** or Ag + , likewise takes place in approximately quantitative yield (example 2).
  • An approximately 3-1 times molar excess of the oxidizing agent is preferably used.
  • ox-HAS selectively oxidized hydroxyalkyl starch
  • activation reagents are, for example, N-hydroxysuccinimide, N-hydroxyphthalimide, thiophenol, p-nitrophenol, o, p-dinitrophenol, trichlorophenol, trifluorophenol, pentachlorophenol, pentafluorophenol, 1-hydroxy-1 H-benzotriazole (HOBtNSA, HOOBt Hydroxypyridine, 3-hydroxypyridine, 3,4-dihydro-4-oxobenzotriazin-3-ol, 4-hydroxy-2,5-diphenyl-3 (2H) -thiophenone-1,1-dioxide, 3-phenyl-1- ( p-nitrophenyl) -2-pyrazoiin-5-one), [1-benzotriazolyl-N-oxy-
  • EDC 3-Dimethyaminopropyl
  • DCC dicyclohexylcarbodiimide
  • DIPC diisopropylcarbodiimide
  • cysteines are usually involved in S-S bridges and are therefore not available for a coupling reaction.
  • free cysteines are present, they often play an important role in catalysis or are involved in the contact point of subunits. Modification of these cysteines will then result in partial or complete loss of biological activity.
  • free cysteines could be removed using common genetic engineering methods such as directed mutagenesis or chemical peptide synthesis are introduced at those sites in the protein that are known to play no role in activity. In this way, optimal control of the coupling location is possible. In the same way, other reactive amino acids, e.g. Lys, His, Arg, Asp, Glu, are specifically introduced into the protein.
  • the reactive group of the hydroxyalkyl starch molecule can also be an amino or thiol group formed by chemical reaction of the terminal aldehyde group.
  • reductive amination of the aldehyde group can be carried out by reaction with ammonia in the presence of hydrogen and a catalyst or in the presence of sodium cyanoborohydride.
  • the resulting amino or thiol group can then react with a free carboxyl group of the protein (for example an optionally activated glutamic or aspartic acid) to form an amide or thioester bond.
  • the terminal aldehyde group of the hydroxyalkyl starch molecule or a functional group resulting therefrom by chemical reaction can also be reacted with a suitable physiologically compatible, bifunctional linker molecule.
  • the “functional group resulting from the terminal aldehyde group of the hydroxyalkyl starch molecule by chemical reaction” is the remaining reactive functional group of the bifunctional linker molecule with which the terminal aldehyde group or the functional group resulting therefrom has been reacted. In this way, the terminal aldehyde group can also be converted into a desired functional group.
  • Suitable linker molecules contain at one end a group which is linked to the terminal aldehyde group or a functional group resulting therefrom by chemical reaction, e.g. a carboxyl group, activated carboxyl group, amino or thiol group, can form a covalent bond, and at the other end a group which can be linked to a reactive functional group of the protein, e.g. an amino, thiol or carboxyl group, can form a covalent bond.
  • a biologically compatible bridge molecule of suitable length e.g. a group derived from an alkane, an (oligo) alkylene glycol group or another suitable oligomer group.
  • Preferred groups that can react with amino groups are e.g. N-hydroxy succinimide esters, sulfo-N-hydroxysuccinimide esters, imido esters or other activated carboxyl groups; preferred groups that can react with thiol groups are e.g. Maleimide and carboxyl groups; preferred groups that can react with aldehyde or carboxyl groups are e.g. Amino or thiol groups.
  • the terminal aldehyde group is reacted directly with a primary amino group (eg, a lysine or arginine residue or the N-terminus) of the protein to form a Schiff base.
  • a primary amino group eg, a lysine or arginine residue or the N-terminus
  • the Schiff base formed is reduced by reaction with a suitable reducing agent, as a result of which a stable bond between protein and HAS is formed in the aqueous environment.
  • Preferred reducing agents are sodium borohydride, sodium cyanoborohydride, organic boron complexes, for example a 4- (dimethylamino) pyridine boron complex, N-ethyldiisopropylamine boron complex, N-ethylmorpholine boron complex, N-methylmorpholine boron complex, N-phenylmorpholine boron complex, lut -Bor complex, triethylamine-boron complex, trimethylamine-boron complex;
  • Suitable stereoselective reducing agents are, for example, sodium triacetate borohydride, sodium triethyl borohydride, sodium trimethoxy borohydride, potassium tri-sec-butyl borohydride (K-Selectride), sodium tri-sec-butyl borohydride (N-Selectride), lithium tri-sec-butyl borohydride (L-Selectride) , Potassium triamyl
  • the yields can be improved by suitable variation of the reaction conditions.
  • the parameters for such optimization attempts are the pH of the reaction mixture (possible protein degradation by alkaline borohydride), the temperature and duration of the incubation, and the type of reducing agent for the one-pot reaction.
  • Another alternative is the possibility of carrying out the reaction in two steps, wherein an immobilized reducing agent can be used for the reduction step.
  • the reaction products of the coupling can be examined using known methods and the coupling efficiency can be determined.
  • the free primary amino groups in the protein can be determined before and after coupling with trinitrobenzenesulfonic acid (Habeeb, ASAF, Anal. Biochem. 14, 328-336 (1966)).
  • the coupling yield of reactions involving primary amino acids could also be determined by derivatizing the unreacted amines with fluorescamine and determining the fluorescence.
  • the molecular weight distribution can be determined by SDS-PAGE and gel permeation.
  • Conjugate can be detected by SDS-PAGE and subsequent silver staining, while the saccharide content can be determined by glycan-specific staining of the bands separated by SDS-PAGE after blotting on a membrane.
  • a quantitative glycan determination is also possible.
  • a precise identification of the coupling site on the protein is possible by peptide mapping and / or MALDI-TOF mass spectroscopy or electrospray ionization mass spectroscopy. In this way, the coupling can be optimized and the molecular weight distribution and possibly (e.g. if the reactive groups on the protein react differently) even the coupling point of the products can be predetermined.
  • the conjugates of the present invention can optionally be used as such or in the form of a pharmaceutical composition for the prophylactic or therapeutic treatment of the human or animal body.
  • compositions comprise a pharmaceutically effective amount of a conjugate according to the invention as an active ingredient as well as a pharmaceutically suitable carrier and optionally other therapeutic or galenic ingredients or auxiliaries.
  • auxiliaries can e.g. Include diluents, buffers, flavoring agents, binders, surfactants, thickeners, lubricants, preservatives (including antioxidants) and substances which serve to make the formulation isotonic with the blood of the intended recipient.
  • a pharmaceutically effective amount is that amount which is sufficient to have a desired positive effect when administered once or several times as part of a treatment for the relief, healing or prevention of a disease state.
  • a pharmaceutically acceptable carrier is a carrier that is compatible with both the drug ingredient and the patient's body.
  • compositions will vary depending on the desired or appropriate route of administration.
  • a preferred route is parenteral administration, for example subcutaneous, intramuscular, intravenous, intraarterial, intra-articular, intra- 83
  • compositions may conveniently be presented in unit dosage form and prepared by any of the methods well known in the pharmaceutical arts.
  • the conjugates of the present invention can also be used in all other fields in which other protein-polymer conjugates, e.g. B. PEG-protein conjugates were used.
  • Some specific, non-limiting examples are the use of a HAS-protein conjugate as an immobilized catalyst or reaction partner for a reaction in a heterogeneous phase or as a column material for (immune) affinity chromatography.
  • Other possible uses will be readily apparent to those skilled in the art, knowing the properties of the HAS-protein conjugates according to the invention disclosed here.
  • the following examples are intended to explain the invention in more detail, but without restricting it thereto.
  • analogous reactions can also be carried out with hydroxymethyl starch and hydroxypropyl starch and similar results can be achieved.
  • the partially desalted solution was subjected to chromatography on a cation exchange column (Amberiite IR-120, H + form) in order to convert the aldonate groups into aldonic acid groups.
  • the water was then removed by lyophilization and the lactone form thus obtained.
  • 1 ml of alkaline copper reagent (3.5 g of Na 2 P0 4 , 4.0 g of K-Na tatrat in 50 ml of H 2 O, plus 10 ml of 1 N NaOH, 8.0 ml of 10% strength (wt ./Vol.) CuS0 4 solution and 0.089 g K-iodate in 10 ml H 2 O, after adding 18 g Na sulfate make up to 100 ml). It is heated at 100 ° C for 45 minutes. After cooling, 0.2 ml of 2.5% Kl solution and 0.15 ml of 1 MH 2 SO 4 are added.
  • Hydroxyethyl starches with a higher molar mass e.g. 130 kD, 250 kD, 400 kD
  • hydroxyethyl starches with a lower molar mass e.g. 10 kD, 25 kD, 40 kD
  • a solution of 0.24 mmol of HES-130 kD in 10 ml of deionized water was prepared with heating. This solution was heated in a 100 ml round-bottom flask to a temperature of 70-80 ° C., and 1.17 mmol of stabilized Cu 2+ (eg Rochelle salt as stabilizer or other stabilizers) and aqueous dilute NaOH solution were added (final concentration 0.1 N NaOH). The temperature was then raised to 100 ° C. and the reaction was allowed to continue until a reddish color had developed. The reaction was stopped and the reaction mixture was cooled to 4 ° C. The reddish precipitate was removed by filtration. The filtrate was against T EP03 / 02083
  • HES e.g. HES-10 kD, HES-25 kD, HES-40 kD
  • HES higher molecular HES species
  • HES selectively oxidized high molecular weight HES
  • HSA human serum albumin
  • ox-HES-130 kD and 200 mg of HSA were completely dissolved in water in a round-bottomed flask with a magnetic stirrer while heating gently.
  • EDC ethyldimethylaminopropylcarbodiimide
  • HES selectively oxidized low molecular weight HES
  • HSA human serum albumin
  • a volume of an aqueous solution of ox-HES-10 kD (1.05 g / ml) was incubated with a volume of a 7 mg / ml SOD solution (Sigma, Taufkirchen) in 50 mM phosphate buffer, pH 7.6, at room temperature.
  • the coupling reaction was initiated by adding 280 mg EDC in 5 portions over a period of 24 h.
  • the course of the reaction was followed by GPC analysis in phosphate buffer and detection at 280 nm.
  • 81% of the protein was found in the high molecular weight region of the separation column and the reaction was stopped after this time.
  • the reaction mixture was subjected to diafiltration with a 30 kD membrane and then lyophilized. Mass spectrometric analysis of the product showed on average a molar ratio of HES to protein of approx. 3: 1.
  • hTNF ⁇ (Sigma, Taufkirchen) was added to 86 mg of ox-HES-25 kD in approx. 0.4 ml of 0.1 M phosphate buffer (pH 7.0). The cloudy solution was stirred for about 2 h before 1 mg EDC and 0.5 mg HOBt were added. The stirring was continued for about 6 h, during which the solution became clear in the course of the reaction time.
  • the coupling product was isolated by ultrafiltration and freeze drying and analyzed by GPC and detection at 280 nm. A coupling yield of approximately 74% was found.
  • HES-130 kD high molecular weight HES
  • HSA human serum albumin
  • HES-130 kD 9.75 g of HES-130 kD were completely dissolved in water (6-7 ml) and then 50 mg of HSA, dissolved in 1 ml of 0.1 M phosphate buffer (pH 7.4), were added. The reaction mixture was stirred with a magnetic stirrer. The solution was then mixed with NaBH 3 CN (50-70 mg) and stirred gently for a few minutes. The solution was further stirred every two hours for 15 minutes. Another aliquot of NaBH 3 CN (approximately 50 mg) was then added. At the end (after a reaction time of almost 36 h), a total of 285 mg NaBH 3 CN had been used. The solution was then dialyzed and lyophilized. The analysis was carried out as described in Example 4. The coupling efficiency was about 65%.
  • HES-10 kD low molecular weight HES
  • HSA human serum albumin
  • HES-130 kD were completely dissolved in water (approx. 6 ml).
  • the reducing agent NaBH 3 CN 60 mg in 30 ml was slowly added dropwise over a period of 8 h. The mixture was then stirred for a further 24 h and the reaction mixture by ultrafiltration (30th kD) freed from salts and unreacted reagents.
  • a stable coupling product was obtained by lyophilization. Approximately 55% of the insulin used was recovered as an HES conjugate.
  • Glucagon (66 x 10 "9 mol, 0.23 mg), oxHES 70 kD (6.6 x 10 " 6 mol, 123 mg) were dissolved in phosphate buffer (1 ml, pH 5) in a round bottom flask. 26 mg EDC were added in 10 portions at intervals of 1 h. After a reaction time of 24 h, the reaction was stopped by adding 10 ml of water. The coupling product was purified by after dialysis against water by GPC and ion exchange chromatography. After freeze-drying, 88 mg of white coupling product (73%) were obtained.

Abstract

Die vorliegende Erfindung betrifft die Kopplung von Proteinen an ein von Stärke abgeleitetes modifiziertes Polysaccharid, wobei die bindende Wechselwirkung zwischen dem modifizierten Polysaccharid und dem Protein auf einer kovalenten Bindung beruht, welche das Ergebnis einer Kopplungsreaktion zwischen der endständigen Aldehydgruppe oder einer aus dieser Aldehydgruppe durch chemische Umsetzung hervorgegangenen funktionellen Gruppe des modifizierten Polysaccharidmoleküls und einer mit dieser Aldehydgruppe oder daraus hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Polysaccharidmoleküls reaktionsfähigen funktionellen Gruppe des Proteins ist, wobei die bei der Kopplungsreaktion unmittelbar resultierende Bindung gegebenenfalls durch eine weitere Reaktion zur obengenannten kovalenten Bindung modifiziert sein kann. Die Erfindung betrifft ferner pharmazeutische Zusammensetzungen, welche die bei der Kopplung gebildeten Konjugate umfassen, und die Verwendung dieser Konjugate und Zusammensetzungen zur prophylaktischen oder therapeutischen Behandlung des menschlichen oder tierischen Körpers.

Description

03 02083
1
Kopplung von Proteinen an ein modifiziertes Polysaccharid
Die schnelle Entwicklung der Gentechnik in den letzten Jahrzehnten hat dazu geführt, dass eine Vielzahl von Genen für Proteine mit potentiellem therapeutischem Nutzen identifiziert wurden und die entsprechenden Genprodukte mit Hilfe biologischer Expressionssysteme unschwer rein oder annähernd rein in größeren Mengen hergestellt werden können.
Es stellte sich jedoch heraus, dass der praktische Einsatz solcher Proteine, z.B. in der Diagnostik, der Therapie und bei Biotransformationen, häufig auf Schwierigkeiten stößt, da deren Stabilitäts- und Löslichkeitseigenschaften, insbesondere bei physiologischen pH-Werten, oft unbefriedigend sind. Zwei Beispiele für solche Proteine sind der Tumomekrosefaktor TNF-α oder lnterleukin-2.
Löslichkeitsprobleme treten zudem sehr häufig bei der Expression von Glyco- proteinen in prokaryotischen Systemen wie E. coli auf, da diese dann ohne die natürliche Glycosylierung exprimiert werden, was zum Teil eine erheblich verminderte Löslichkeit zur Folge hat. Dies kann den Einsatz von wesentlich teureren eukaryotischen Expressionsystemen erforderlich machen.
Beim therapeutischen Einsatz im Körper werden viele Proteine sehr schnell aus dem Blutkreislauf entfernt oder abgebaut. Systemisch applizierte Proteine mit einem Molekulargewicht von mehr als etwa 70 kD können durch das reticuloendotheliale System oder spezifische Wechselwirkungen mit zellulären Rezeptoren dem Kreislauf entzogen werden. Kleinere Proteine mit einem Molekulargewicht von weniger als etwa 70 kD können überdies in großem Umfang durch die glomeruläre Filtration in der Niere (Ausschlußgrenze etwa 70 kD) entfernt werden.
Ein in jüngerer Zeit verfolgter Ansatz zur Behebung der geschilderten Probleme besteht in der Kopplung solcher problematischen Proteine mit gut wasserlöslichen biokompatiblen Polymeren, wie z.B. Polyethyienglycol und Dextran. Durch die Kopplung läßt sich einerseits das Molekulargewicht über den Schwellenwert von 70 kD hinaus erhöhen, so dass die Plasma-Verweilzeit kleinerer Proteine drastisch gesteigert werden kann, andererseits kann durch den hydrophilen Polymeranteil die Löslichkeit im wäßrigen Milieu verbessert werden.
Weitere, meist günstige Wirkungen, die mit der Kopplung von Proteinen mit solchen Polymeren verbunden sein können, beruhen auf der Maskierung von Protease- erkennungsstellen und antigenen Determinanten auf dem Proteinmolekül durch das gebundene Polymer. Dadurch können die therapeutischen Proteine zum einen weitgehend dem proteolytischem Abbau entzogen werden, zum anderen ist die Auslösung allergener Reaktionen durch das körperfremde therapeutische Protein weitgehend unterdrückt. Über die Molekulargewichtserhöhung hinaus werden Proteine so durch die Anwesenheit eines Polymers vor enzymatischem Abbau und zudem oft vor thermischer Denaturierung geschützt. In vielen Fällen erhöht sich dadurch die Stabilität und in v/Vo-Halbwertszeit der Proteine deutlich bzw. sinkt die Immunogenität und Antigenität.
Bisher wurden die meisten Modifizierungen mit Polyethylenglycol oder Dextran durchgeführt, wobei PEG generell bevorzugt wird, da es einfachere Produkte ergibt.
Dextran-Kopplungen wurden nur für einige wenige Proteine beschrieben, wie z.B. Streptokinase, Plasmin, Hämoglobin oder Aprotinin. Dextran-Konjugate zeigen jedoch oft hohe Allergenität, vermutlich verursacht durch Abbauprodukte des Dextrans, eine geringe metabolische Stabilität und in vielen Fällen geringe Ausbeuten bei den Kopplungsreaktionen. Dies hat dazu geführt, dass bisher keines dieser Dextran-Kopplungsprodukte für die therapeutische Anwendung an Mensch oder Tier zugelassen wurde.
Derivatisierungen mit PEG wurden wesentlich häufiger durchgeführt, so dass diese Methode heute als Standard für die Molekulargewichtsvergrößerung von Proteinen angesehen werden kann. Einige dieser Derivate befinden sich in verschiedenen Phasen der klinischen Versuche bzw. sind bereits in den USA zugelassen. In Phase III befindet sich PEG-Hämoglobin sowie ein PEG-Addukt der Superoxiddismutase (SOD), das hinsichtlich Polymerkopplungen als das am besten untersuchte Protein gilt. PEG-gekoppelte Asparaginase wird bereits in der Therapie der akuten T EP03/02083
3 lymphozytischen Leukämie eingesetzt. In 2001 wurde PEG-Interferon-α zur Behandlung von Hepatitis-C-Patienten zugelassen.
Beim Einsatz dieser PEG-Konjugate wurde jedoch auch über unangenehme bis gefährliche Nebenwirkungen wie Juckreiz, Überempfindlichkeitsreaktionen und Pankreatitis berichtet. Ferner ist die biologische Aktivität der Proteine nach der PEG- Kopplung oft sehr gering und der Metabolismus der Abbauprodukte von PEG- Konjugaten ist noch weitgehend unbekannt und stellt möglicherweise ein Gesundheitsrisiko dar.
WO 99/49897 beschreibt Konjugate von Hämoglobin, welche durch Umsetzung der Aldehydgruppen von oxidativ ringgeöffneten Polysacchariden wie Hydroxyethylstärke oder Dextran mit primären Amingruppen des Proteins gebildet werden. Dabei wirken die eingesetzten Polysaccharide jedoch als polyfunktionelle Reagenzien, die ein sehr heterogenes Produktgemisch mit schwer einstellbaren Eigenschaften ergeben.
US-Patent 6,083,909 beschreibt ein Verfahren zur Kopplung von selektiv oxidierter Hydroxyethylstärke an Hämoglobin in DMSO. Unsere Untersuchungen zeigten jedoch, daß das gewünschte Produkt unter den angegebenen Bedingungen nicht erhalten wird, da Hämoglobin in DMSO denaturiert und damit seine biologische Aktivität verliert.
Es besteht somit nach wie vor Bedarf an physiologisch gut verträglichen Alternativen zu Dextran- oder PEG-gekoppelten Proteinen, mit denen die Löslichkeit von Proteinen verbessert oder die Verweildauer der Proteine im Plasma erhöht werden kann.
Aufgabe der Erfindung ist es daher, solche Alternativen bereitzustellen und einfache und effiziente Verfahren zur Herstellung solcher alternativer Proteinderivate zu entwickeln.
Erfindungsgemäß wird diese Aufgabe durch Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugate gelöst, welche dadurch gekennzeichnet sind, dass die bindende Wechselwirkung zwischen dem Hydroxyalkylstärkemolekül und dem Protein auf einer kovalenten Bindung beruht, welche das Ergebnis einer Kopplungsreaktion zwischen der endständigen Aldehydgruppe oder einer aus dieser Aldehydgruppe durch chemische Umsetzung hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls und einer mit dieser Aldehydgruppe oder daraus hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls reaktionsfähigen funktionellen Gruppe des Proteins ist, wobei die bei der Kopplungsreaktion unmittelbar resultierende Bindung gegebenenfalls durch eine weitere Reaktion zur obengenannten kovalenten Bindung modifiziert sein kann.
Die Erfindung umfasst ferner pharmazeutische Zusammensetzungen, welche diese Konjugate enthalten, sowie die Verwendung dieser Konjugate und Zusammensetzungen zur prophylaktischen oder therapeutischen Behandlung des menschlichen oder tierischen Körpers sowie Verfahren zur Herstellung dieser Konjugate und Zusammensetzungen.
Überraschend wurde gefunden, dass sich die oben beschriebenen Reaktionen bei geeigneter Wahl der Bedingungen in wässriger Lösung durchführen lassen, wodurch die biologische Aktivität der Proteine in vielen Fällen vollständig oder teilweise erhalten werden kann.
Das wässrige Reaktionsmedium für die Kopplungsreaktion ist dabei vorzugsweise Wasser oder eine Mischung aus Wasser und einem organischen Lösungsmittel, wobei der Wasseranteil in der Mischung mindestens etwa 70 Gew.-%, vorzugsweise mindestens etwa 80 Gew.-%, noch bevorzugter mindestens etwa 90 Gew.-% beträgt.
Das Molverhältnis von Hydroxyalkylstärke (HAS) zu Protein bei der Kopplungsreaktion beträgt gewöhnlich etwa 20:1 bis 1:1 , vorzugsweise etwa 5:1 bis 1 :1.
Die biologische Restaktivität der erfindungsgemäßen Hydroxyalkylstärke-Protein- Konjugate, bezogen auf die Ausgangsaktivität des Proteins, beträgt in der Regel mindestens 40%, vorzugsweise mindestens 50%, bevorzugter mindestens 70 %, noch bevorzugter mindestens 90 %, am meisten bevorzugt mindestens 95 %. Die erfindungsgemäß eingesetzte Hydroxyalkylstärke (HAS) kann nach einem bekannten Verfahren, z.B. Hydroxyalkylierung von Stärke an der C2- und/oder C6~ Position der Anhydroglucoseeinheiten mit Alkylenoxid oder 2-Chloralkanol, z.B. 2- Chlorethanol, (siehe z.B. US 5,218,108 für die Hydroxyethylierung von Stärke), mit verschiedenen gewünschten Molekulargewichtsbereichen und Substitutionsgraden hergestellt werden. Es können auch beliebige der im Handel erhältlichen Präparationen eingesetzt werden. Die Definition der Alkylgruppierung in „Hydroxyalkylstärke", wie hier verwendet, schließt Methyl, Ethyl, Isopropyl und n-Propyl ein, wobei Ethyl besonders bevorzugt ist. Ein wesentlicher Vorteil der HES ist es, dass diese als biokompatibler Plasmaexpander bereits behördlich zugelassen ist und in großem Stil klinisch eingesetzt wird.
Das mittlere Molekulargewicht der Hydroxyalkylstärke kann im Bereich von etwa 3 kD bis mehreren Millionen Dalton, vorzugsweise etwa 4 kD bis etwa 1000 kD, bevorzugter im Bereich von etwa 4 kD bis etwa 50 kD oder im Bereich von etwa 70 kD bis etwa 1000 kD, besonders bevorzugt bei etwa 130 kD, liegen. Für die Kopplung an kleine Proteine wird das mittlere Molekulargewicht der Hydroxyalkylstärke vorzugsweise so gewählt, daß der oben genannte Schwellenwert von 70 kD bei den Konjugaten überschritten wird, während für die Kopplung an große Proteine das Molekulargewicht der Hydroxyalkylstärke vorzugsweise im unteren Bereich des genannten Spektrums liegen wird. Da eine Kopplung an mehreren Stellen eines Proteins möglich ist, kann es auch vorteilhaft sein, mehrere kleine Polymerketten, statt einer hochmolekularen zu koppeln. Der Substitutionsgrad (Verhältnis der Anzahl modifizierter Anhydroglucoseeinheiten zur Anzahl der gesamten Anhydroglucoseeinheiten) kann ebenfalls variieren und wird häufig im Bereich von etwa 0,2 bis 0,8, vorzugsweise etwa 0,3 bis 0,7, noch bevorzugter etwa 0,5, liegen. (Anmerkung: Die Zahlen beziehen sich auf den "Degree of Substitution", der zwischen 0 und 1 liegt). Das Verhältnis von C2- zu C6-Substitution liegt gewöhnlich im Bereich von 4 bis 16, vorzugsweise im Bereich von 8 bis 12.
Diese Parameter lassen sich nach bekannten Verfahren einstellen. Erfahrungen mit der Verwendung von Hydroxyethylstärke (HES) als Blutersatzstoff haben gezeigt, dass die Verweilzeit von HES im Plasma vom Molekulargewicht und dem Substitutionsgrad und Substitutionstyp (C2-Substitution oder C6-Substitution) abhängt, wobei ein höheres Molekulargewicht, ein höherer Substitutionsgrad und ein höherer Anteil der C2-Substitution die Verweilzeit erhöht.
Diese Beziehungen gelten auch für die erfindungsgemäßen Hydroxyalkylstärke- Protein-Konjugate, so dass die Verweilzeit eines bestimmten Konjugats im Plasma über den Polysaccharidanteil einstellbar ist.
Hydroxyethylstärke-Präparate mit einem mittleren Molekulargewicht von 130 kD und einem Substitutionsgrad von 0,5 bzw. mit einem mittleren Molekulargewicht von 200 kD und einem Substitutionsgrad von 0,25 fanden bereits klinische Anwendung als Blutersatzstoffe und sind auch für den Einsatz in der vorliegenden Erfindung geeignet.
Als Protein ist in der vorliegenden Erfindung grundsätzlich jedes Protein geeignet, das die erforderliche funktioneile Gruppe, z.B. eine freie Aminogruppe, Thiolgruppe oder Carboxylgruppe, zur Reaktion mit der funktionellen Gruppe des HAS-Moleküls besitzt.
Zur Einführung einer gewünschten funktionellen Gruppe kann das Protein auch mit einem geeigneten, physiologisch verträglichen, bifunktionellen Linkermolekül umgesetzt werden. Die verbleibende reaktionsfähige funktionelle Gruppe des angekoppelten Linkermoleküls wird dann für die Zwecke der vorliegenden Erfindung ebenfalls als „reaktionsfähige funktionelle Gruppe des Proteins" betrachtet.
Geeignete Linkermoleküle enthalten an einem Ende eine Gruppierung, die mit einer reaktionsfähigen funktionellen Gruppe des Proteins, z.B. einer Amino-, Thiol- oder Carboxylgruppe, eine kovalente Bindung eingehen kann, und am anderen Ende eine Gruppierung, die mit der endständigen Aldehydgruppe oder einer daraus durch chemische Umsetzung hervorgegangenen funktionellen Gruppe, z.B. einer Carboxylgruppe, aktivierten Carboxylgruppe, Amino- oder Thiolgruppe, eine kovalente Bindung eingehen kann. Zwischen den beiden funktionellen Gruppen des Linkermoleküls befindet sich ein biologisch verträgliches Brückenmolekül geeigneter Länge, z.B. eine Gruppierung, die sich von einem Alkan ableitet, eine (Oligo)alkylen- glycolgruppierung oder eine andere geeignete Oligomergruppierung. Bevorzugte Gruppierungen, die mit Aminogruppen reagieren können, sind z.B. N-Hydroxy- succinimidester, Sulfo-N-hydroxysuccinimidester, Imidoester und andere aktivierte Carboxylgruppen; bevorzugte Gruppierungen, die mit Thiolgruppen reagieren können, sind z.B. Maleimid- und Carboxylgruppen; bevorzugte Gruppierungen, die mit Aldehyd- oder Carboxylgruppen reagieren können, sind z.B. Amino- oder Thiolgruppen.
Beispielhafte Linkermoleküle zur Verknüpfung von SH- und NH-Funktionen sind:
AMAS (N-α(Maleimidoacetoxy)succinimidester)
BMPS (N-ß(Maleimidopropyloxy)succinimidester)
GMBS (N-γ(Maleimidobutyryloxy)succinimidester)
EMCS (N-ε(Maleimidocaproyloxy)succinimidester)
MBS (m-(Maleimidobenzoyl)-N-hydroxysuccinimidester)
SMCC (Succinimidyl-4-(N-maleimidomethyl)cyclohexan-1-carboxylat)
SMPB (Succinimidyl-4-(p-maleimidophenyl)butyrat)
SPDP (Succinimidyl-3-(2-pyridyldithio)proprionat)
Sulfo-GMBS (N-γ(Maleimidobutyryloxy)sulfosuccinimidester)
Sulfo-EMCS (N-ε(Maleimidocaproyloxy)sulfosuccinimidester).
Beispielhafte Linkermoleküle zur Verknüpfung von SH- und SH-Funktionen sind:
BMB (1.4-Bis-maleimidobutan)
BMDB (1.4-Bis-maleimido-2.3-dihydroxybutan)
BMH (Bis-maleimidohexan)
BMOE (Bis-maleimidoethan)
DTME (Dithio-bis-maleimidoethan)
HBVS (1.6-Hexan-bis-vinylsulfon)
BM(PEO)3 (1.8-Bis-maleimidotriethylenglycol)
BM(PEO)4 (1.11-Bis-maleimidotetraethylenglycol).
Beispielhafte Linkermoleküle zu Verknüpfung von NH- und NH-Funktionen sind: BSOCOES (Bis-(2-(succinimidyloxycarbonyloxy)ethyl)sulfon BS3 (Bis-(sulfosuccinimidyl)suberat)
DFDNB (1.5-Difluor-2.4-dinitrobenzol)
DMA (Dimethyladipimidat HCI))
DSG (Disuccinimidylglutarat)
DSS (Disuccinimidylsuberat)
EGS (Ethylenglycol-bis-(succinimidylsuccinat)
Beispielhafte Linkermoleküle zur Verknüpfung von SH- und CHO-Funktionen sind:
BMPH (N-(ß-Maleimidopropionsäure)hydrazid TFA)
EMCA (N-(ε-Maleimidocapronsäure)hydrazid)
KMUH (N-(κ-Maleimidoundecansäure)hydrazid)
M2C2H (4-(N-Maleimidomethyl)cyclohexan-1-carboxylhydrazid HCI)
MPBH (4-(4-N-Maleimidophenyl)buttersäurehydrazid HCI)
PDPH (3-(2-Pyridyldithio)propionylhydrazid).
Ein beispielhaftes Linkermolekül zur Verknüpfung von SH- und OH-Funktionen ist PMPI (N-(p-Maleimidophenyl)isocyanat).
Beispielhafte Linkermoleküle zur Überführung einer SH-Funktion in eine COOH-
Funktion sind:
BMPA (N-ß-Maleimidopropionsäure)
EMCH (N-ß-Maleimidocapronsäure)
KMUA (N-κ-Maleimidoundecansäure).
Beispielhafte Linkermoleküle zur Überführung einer NH-Funktion in eine COOH- Funktion sind MSA (Methyl-N-succinimidyladipat) oder längerkettige Homologe davon oder entsprechende Derivate von Ethylenglycol.
Beispielhafte Linkermoleküle zur Überführung einer COOH-Funktion in eine NH- Funktion sind DAB (1.4-Diaminobutan) oder längerkettige Homologe davon oder entsprechende Derivate von Ethylenglycol. „ ,
PCT/EP03/02083 9
Ein beispielhaftes Linkermolekül, das mit einer Aminogruppe eines Moleküls reagiert und eine geschützte Aminogruppe in größerem Abstand von diesem Molekül zur Vermeidung einer sterischen Hinderung bereitstellt, ist TFCS (N-ε(Trifluoracetyl- caproyloxy)succinimidester).
Weitere geeignete Linkermoleküle sind Fachleuten bekannt und im Handel erhältlich oder können je nach Bedarf und in Abhängigkeit von den vorhandenen und gewünschten funktionellen Gruppen der HAS und des anzukoppelnden Proteins entworfen und nach bekannten Verfahren hergestellt werden.
Der Begriff „Protein" im Sinne der vorliegenden Erfindung soll jede Aminosäuresequenz einschließen, die mindestens 9-12 Aminosäuren, vorzugsweise mindestens 15 Aminosäuren, bevorzugter mindestens 25 Aminosäuren, besonders bevorzugt mindestens 50 Aminosäuren, umfaßt, und auch natürliche Derivate, z.B. Prä- oder Pro-Formen, Glycoproteine, Phosphoproteine, oder synthetische modifizierte Derivate, z.B. Fusionsproteine, Neoglycoproteine, oder durch gentechnologische Verfahren modifizierte Proteine, z.B. Fusionsproteine, Proteine mit Aminosäureaustauschen zur Einführung bevorzugter Kopplungsstellen, einschließen.
Zur prophylaktischen oder therapeutischen Behandlung des menschlichen oder tierischen Körpers wird das betreffende Protein eine bestimmte gewünschte Funktion im Körper ausüben. Vorzugsweise besitzt das Protein daher z.B. eine regulatorische oder katalytische Funktion, eine Signalvermittlungs- oder Transportfunktion oder eine Funktion bei der Immunreaktion oder Auslösung einer Immunreaktion.
Das Protein kann beispielsweise aus der Gruppe aus Enzymen, Antikörpern, Antigenen, Transportproteinen, Bioadhäsionsproteinen, Hormonen, Wachstumsfaktoren, Cytokinen, Rezeptoren, Suppressoren, Aktivatoren, Inhibitoren oder einem funktionellen Derivat oder Fragment davon ausgewählt sein. „Funktionelles Derivat oder Fragment" bedeutet in diesem Zusammenhang ein Derivat oder Fragment, das eine gewünschte biologische Eigenschaft oder Aktivität des Stammoleküls ganz oder teilweise, z.B. zu mindestens 10-30 %, bevorzugter zu mehr als 50 %, noch bevorzugter zu mehr als 70 %, am meistens bevorzugt zu mehr als 90%, behalten „ ,
PCT/EP03/02083 10 hat. Besonders bevorzugte Beispiele eines solchen Fragments sind Antikörperfragmente.
Spezielle Beispiele sind α-, ß- oder γ-lnterferon, Interleukine, z.B. IL-1 bis IL-18, Wachstumsfaktoren, z.B. epidermaler Wachstumsfaktor (EGF), Thrombozyten- wachstumsfaktor (PDGF), Fibroblastenwachstumsfaktor (FGF), Gehirn-abgeleiteter Wachstumsfaktor (BDGF), Nervenwachstumsfaktor (NGF), B-Zellen-Wachstums- faktor (BCGF), Gehirn-abgeleiteter neurotropher Wachstumsfaktor (BDNF), Ciliärer neurotropher Faktor (CNTF), transformierende Wachstumsfaktoren, z. B. TGF-α oder TGF-ß, Kolonie-stimulierende Faktoren (CSF), z.B. GM-CSF, G-CSF, BMP („bone morphogenic proteins"), Wachstumshormone, z.B. Human-Wachstumshormon, Tumornekrosefaktoren , z.B. TNF-α oder TNF-ß, Somatostatin, Somatotropin, Somatomedine, Serumproteine, z.B. die Gerinnungsfaktoren ll-XIII, Albumin, Erythropoietin, Myoglobin, Hämoglobin, Plasminogenaktivatoren, z.B. Gewebe- Plasminogenaktivator, Hormone oder Prohormone, z.B. Insulin, Gonadotropin, Melanocyten-stimulierendes Hormon (α-MSH), Triptorelin, Hypothalamushormone z.B. antidiuretische Hormone (ADH) und Oxytocin sowie Liberine und Statine, Parathormon, Schilddrüsenhormone, z.B. Thyroxin, Thyrotropin, Thyroliberin, Prolactin, Calcitonin, Glucagon, Glucagon-ähnliche Peptide (GLP-1, GLP-2 etc.), Exendine, z.B. Exendin-4, Leptin, Vasopressin, Gastrin, Secretin, Integrine, Glycoproteinhormone (z.B. LH, FSH etc.), Pigmenthormone, Lipoproteine und Apo- Lipoproteine, z.B. Apo-B, Apo-E, Apo-La , Immunglobuline, z.B. IgG, IgE, lgM, IgA, IgD oder ein Fragment davon, Hirudin, "Tissue-Pathway"-lnhibitor, Pflanzenproteine, z.B. Lektin oder Ricin, Bienengift, Schlangengifte, Immunotoxine, Antigen E, Butroxobina, Alpha-Proteinase-Inhibitor, Ragweed-Allergen, Melanin, Oligolysin- Proteine, RGD-Proteine oder gegebenenfalls entsprechende Rezeptoren für eines dieser Proteine; oder ein funktionelles Derivat oder Fragment eines dieser Proteine oder Rezeptoren.
Geeignete Enzyme können z.B. aus den Gruppen der kohlenhyd ratspezifischen Enzyme, proteolytischen Enzyme, Oxidasen, Oxidoreduktasen, Transferasen, Hydrolasen, Lyasen, Isomerasen, Kinasen und Ligasen ausgewählt sein. Spezielle, nicht beschränkende Beispiele sind Asparaginase, Arginase, Arginindeaminase, Adenosindeaminase, Glutaminase, Glutaminase-Asparaginase, Phenylalanin- ammoniumlyase, Tryptophanase, Tyrosinase, Superoxiddismutase, eine Endo- toxinase, eine Catalase, Peroxidase, Kallikrein, Trypsin, Chymotrypsin, Elastase, Thermolysin, eine Lipase, eine Uricase, Adenosindiphosphatase, Purinnukleosid- phosphorylase, Bilirubinoxidase, eine Glucoseoxidase, Glucodase, Gluconatoxidase, Galaktosidase, Glucocerebrosidase, Glucuronidase, Hyaluronidase, Gewebefaktor, ein Gewebeplasminogenaktivator, Streptokinase, Urokinase, MAP-Kinasen, DNAsen, RNAsen, Lactoferrin, und funktionelle Derivate oder Fragmente davon.
Wie oben erwähnt, ist die an der Kopplungsreaktion beteiligte funktionelle Gruppe des HAS-Moleküls die endständige Aldehydgruppe oder eine daraus durch chemische Umsetzung hervorgegangene Gruppe.
Ein Beispiel für eine solche chemische Umsetzung ist die selektive Oxidation dieser Aldehydgruppe mit einem schonenden Oxidationsmittel, wie z.B. lod, Brom oder einigen Metallionen, oder auch mittels elektrochemischer Oxidation zu einer Carboxylgruppe oder aktivierten Carboxylgruppe, z.B. einem Ester, Lacton, Amid, wobei die Carboxylgruppe gegebenenfalls in einer zweiten Reaktion in das aktivierte Derivat überführt wird. Diese Carboxylgruppe oder aktivierte Carboxylgruppe kann dann mit einer primären Amino- oder Thiolgruppe des Proteins unter Ausbildung einer Amidbindung oder Thioesterbindung gekoppelt werden.
In einem besonders bevorzugten Herstellungsverfahren wird diese Aldehydgruppe mit einem molaren Überschuß an lod, vorzugsweise in einem Molverhältnis von lod zu HAS von 2:1 bis 20:1 , besonders bevorzugt etwa 5:1 bis 6:1, in wäßriger basischer Lösung selektiv oxidiert. Nach dem in Beispiel 1 beschriebenen optimierten Verfahren wird zunächst eine Menge an Hydroxyalkylstärke in warmem destilliertem Wasser gelöst und etwas weniger als 1 Moläquivalent wäßriger lodlösung, vorzugsweise in einer Konzentration von etwa 0,05-0,5 N, besonders bevorzugt etwa 0,1 N, zugegeben. Danach wird eine wäßrige NaOH-Lösung in einer molaren Konzentration, die etwa das 5-15fache, vorzugsweise etwa das 10fache, der lodlösung beträgt, langsam tropfenweise in Abständen von mehreren Minuten der Reaktionslösung zugegeben, bis die Lösung nach der Zugabe beginnt, wieder klar zu P T/EP03/02083
12 werden. Es wird erneut etwas weniger als 1 Moläquivalent der obigen wäßrigen lodlösung der Reaktionslösung zugegeben, das Zutropfen der NaOH-Lösung wieder aufgenommen und die Zugabe von lod und NaOH werden solange wiederholt, bis etwa 5,5-6 Moläquivalente lodlösung und 11-12 Moläquivalente NaOH-Lösung, bezogen auf die Hydroxyalkylstärke, zugegeben worden sind. Dann wird die Reaktion abgebrochen, die Reaktionslösung entsalzt, z.B. durch Dialyse oder Ultrafiltration, einer Kationenaustauschchromatographie unterworfen und das Reaktionsprodukt durch Lyophilisierung gewonnen. Bei diesem Verfahren werden unabhängig vom Molekulargewicht der HAS fast quantitative Ausbeuten erzielt.
In einer weiteren besonders bevorzugten Ausführungsform erfolgt die selektive Oxidation mit alkalischen stabilisierten Lösungen von Metallionen, z.B. Cu** oder Ag+, ebenfalls in etwa quantitativer Ausbeute (Beispiel 2). Vorzugsweise wird dabei ein etwa 3-1 Ofacher molarer Überschuß des Oxidationsmittels eingesetzt.
Anschließend wird die gebildete selektiv oxidierte Hydroxyalkylstärke (ox-HAS) in Gegenwart eines Aktivierungsreagenzes mit einer freien Aminogruppe des gewünschten Proteins unter Ausbildung einer Amidbindung umgesetzt. Geeignete Aktivierungsreagenzien sind z.B. N-Hydroxysuccinimid, N-Hydroxyphthalimid, Thiophenol, p-Nitrophenol, o,p-Dinitrophenol, Trichlorphenol, Trifluorphenol, Pentachlorphenol, Pentafluorphenol, 1 -Hydroxy-1 H-benzotriazol (HOBt), HOOBt, HNSA, 2-Hydroxypyridin, 3-Hydroxypyridin, 3,4-Dihydro-4-oxobenzotriazin-3-ol, 4- Hydroxy-2,5-diphenyl-3(2H)-thiophenon-1,1-dioxid, 3-Phenyl-1-(p-nitrophenyl)-2- pyrazoiin-5-on), [1-Benzotriazolyl-N-oxy-tris(dimethylamino)phosphoniumhexa- fluorphosphat] (BOP), [1 -Benzotriazolyloxytripyrrolidinophosphoniumhexafluor- phosphat (PyBOP), [O-(Benzotriazol-1-yl)-N,N,N\N etramethyluroniumhexa- fluorphosphat (HBTU), [O-(Benzotriazol-1-yl)-N,N,N\N etramethyluronium- tetrafluorborat (TBTU), [O-(Benzotriazol-1 -yl)-N,N,N\ -bis(pentamethylen)uronium- hexafluorphosphat, [0-(Benzotriazol-1-yl)-N,N,N\NΛ-bis(tetramethylen)uronium- hexafluorphosphat, Carbonyldiimidazol (CDI), oder vorzugsweise Carbodiimide, z. B. 1 -(3-DimethyIaminopropyl)-3-ethylcarbodiimid (EDC), Dicyclohexylcarbodiimid (DCC), Diisopropylcarbodiimid (DIPC), besonders bevorzugt EDC. Im Gegensatz zu gängigen, in der Literatur beschriebenen Verfahren für ähnliche Kopplungsreaktionen P T/EP03/02083
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wurde dabei überraschenderweise festgestellt, dass bei Verwendung eines Carbo- diimids in der Regel der Einsatz ansonsten obligatorischer weiterer Aktivatoren wie Triazole, z. B. HOBt, nicht erforderlich ist bzw. sogar die Ausbeuten verschlechtert. Bei der erfindungsgemäßen Kopplung von ox-HES an verschiedene Modellverbindungen in Gegenwart von EDC und Abwesenheit von HOBt konnten dagegen weitgehend unabhängig vom Molekulargewicht der HES hohe Ausbeuten erzielt werden (siehe Beispiele).
Statt der Reaktion der Carboxylgruppe oder aktivierten Carboxylgruppe mit einer freien primären Aminogruppe des Proteins (z.B. eines Lysin- oder Argininrests) ist grundsätzlich auch eine analoge Reaktion mit einer Thiolgruppe (eines Cysteins) des Proteins möglich. Dabei ist jedoch zu berücksichtigen, dass Cysteine in der Regel in S-S-Brücken involviert sind und daher für eine Kopplungsreaktion nicht zur Verfügung stehen. Sind dagegen freie Cysteine vorhanden, so spielen diese häufig eine wichtige Rolle bei der Katalyse oder sind in der Kontaktstelle von Untereinheiten involviert. Eine Modifizierung dieser Cysteine wird dann in einem teilweisen oder vollständigen Verlust der biologischen Aktivität resultieren. Zur Behebung dieses Problems könnten freie Cysteine durch gängige gentechnologische Verfahren wie z.B. gerichtete Mutagenese oder chemische Peptidsynthese an solchen Stellen im Protein eingeführt werden, von denen bekannt ist, dass sie keine Rolle für die Aktivität spielen. Auf diese Weise ist eine optimale Steuerung des Kopplungsortes möglich. Auf dieselbe Weise könnten auch andere reaktionsfähige Aminosäuren, z.B. Lys, His, Arg, Asp, Glu, gezielt in das Protein eingeführt werden.
Die reaktive Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls kann auch eine durch chemische Umsetzung der endständigen Aldehydgruppe entstandene Amino- oder Thiolgruppe sein. Beispielsweise kann eine reduktive Aminierung der Aldehydgruppe durch Reaktion mit Ammoniak in Gegenwart von Wasserstoff und einem Katalysator oder in Gegenwart von Natriumcyanoborhydrid durchgeführt werden. Die entstandene Amino- oder Thiolgruppe kann dann mit einer freien Carboxylgruppe des Proteins (z.B. einer gegebenenfalls aktivierten Glutamin- oder Asparaginsäure) unter Ausbildung einer Amid- oder Thioesterbindung reagieren. Ferner kann die endständige Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls oder eine daraus durch chemische Umsetzung hervorgegangene funktionelle Gruppe auch mit einem geeigneten physiologisch verträglichen, bifunktionellen Linkermolekül umgesetzt werden. In diesem Falle ist für die Kopplungsreaktion die „aus der endständigen Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls durch chemische Umsetzung hervorgegangene funktionelle Gruppe" die verbleibende reaktionsfähige funktionelle Gruppe des bifunktionellen Linkermoleküls, mit dem die endständige Aldehydgruppe oder die daraus hervorgegangene funktionelle Gruppe umgesetzt wurde. Auf diese Weise kann die endständige Aldehydgruppe ebenfalls in eine gewünschte funktionelle Gruppe überführt werden.
Geeignete Linkermoleküle enthalten an einem Ende eine Gruppierung, die mit der endständigen Aldehydgruppe oder einer daraus durch chemische Umsetzung hervorgegangenen funktionellen Gruppe, z.B. einer Carboxylgruppe, aktivierten Carboxylgruppe, Amino- oder Thiolgruppe, eine kovalente Bindung eingehen kann, und am anderen Ende eine Gruppierung, die mit einer reaktionsfähigen funktionellen Gruppe des Proteins, z.B. einer Amino-, Thiol- oder Carboxylgruppe, eine kovalente Bindung eingehen kann. Zwischen den beiden funktionellen Gruppen des Linkermoleküls befindet sich ein biologisch verträgliches Brückenmolekül geeigneter Länge, z.B. eine Gruppierung, die sich von einem Alkan ableitet, eine (Oligo)alkylen- glycolgruppierung oder eine andere geeignete Oligomergruppierung. Bevorzugte Gruppierungen, die mit Aminogruppen reagieren können, sind z.B. N-Hydroxy- succinimidester, Sulfo-N-hydroxysuccinimidester, Imidoester oder andere aktivierte Carboxylgruppen; bevorzugte Gruppierungen, die mit Thiolgruppen reagieren können, sind z.B. Maleimid- und Carboxylgruppen; bevorzugte Gruppierungen, die mit Aldehyd- oder Carboxylgruppen reagieren können, sind z.B. Amino- oder Thiolgruppen.
Eine Reihe von speziellen, nicht beschränkenden Beispielen für geeignete Linkermoleküle wurden bereits oben unter Bezug auf die Konjugation von Linkermolekülen an das Protein angegeben. Bei einem alternativen erfindungsgemäßen Kopplungsverfahren der vorliegenden Erfindung wird die endständige Aldehydgruppe direkt mit einer primären Aminogruppe (z.B. eines Lysin- oder Argininrests oder des N-Terminus) des Proteins unter Bildung einer Schiff'schen Base umgesetzt. Anschließend oder parallel dazu wird die gebildete Schiff'sche Base durch Umsetzung mit einem geeigneten Reduktionsmittel reduziert, wodurch eine im wäßrigen Milieu stabile Bindung zwischen Protein und HAS entsteht. Bevorzugte Reduktionsmittel sind Natriumborhydrid, Natriumcyano- borhydrid, organische Borkomplexe, z.B. ein 4-(Dimethylamino)pyridin-Borkomplex, N-Ethyldiisopropylamin-Borkomplex, N-Ethylmorpholin-Borkomplex, N-Methyl- morpholin-Borkomplex, N-Phenylmorpholin-Borkomplex, Lutidin-Borkomplex, Triethylamin-Borkomplex, Trimethylamin-Borkomplex; geeignete stereoselektive Reduktionsmittel sind beispielsweise Natriumtriacetatborhydrid, Natriumtriethyl- borhydrid, Natriumtrimethoxyborhydrid, Kalium-tri-sec-butylborhydrid (K-Selectride), Natrium-tri-sec-butylborhydrid (N-Selectride) Lithium-tri-sec-butylborhydrid (L- Selectride),Kaliumtriamylborhydrid (KS-Selectride) und Lithiumtriamylborhydrid (LS- Selectride).
Durch geeignete Variation der Reaktionsbedingungen können die Ausbeuten verbessert werden. Parameter für solche Optimierungsversuche sind der pH-Wert des Reaktionsansatzes (möglicher Proteinabbau durch alkalisches Borhydrid), Temperatur und Dauer des Inkubation sowie Art des Reduktionsmittels für die Eintopfreaktion. Eine weitere Alternative stellt die Möglichkeit dar, die Reaktion in zwei Schritten durchzuführen, wobei für den Reduktionsschritt ein immobilisiertes Reduktionsmittel eingesetzt werden kann.
Die Reaktionsprodukte der Kopplung können mit bekannten Verfahren untersucht und die Kopplungseffizienz festgestellt werden. So können z.B. die freien primären Aminogruppen im Protein vor und nach der Kopplung mit Trinitrobenzolsulfonsäure (Habeeb, ASAF, Anal. Biochem. 14, 328-336 (1966)) bestimmt werden. Die Kopplungsausbeute von Reaktionen unter Beteiligung primärer A ine könnte auch durch Derivatisierung der nicht-umgesetzten Amine mit Fluorescamin und Bestimmung der Fluoreszenz festgestellt werden. Die Molekulargewichtsverteilung kann durch SDS-PAGE und Gelpermeation festgestellt werden. Der Proteinanteil im 0 02083
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Konjugat ist durch SDS-PAGE und anschließende Silberfärbung nachzuweisen, während der Saccharidanteil durch eine Glykan-spezifische Färbung der mittels SDS-PAGE getrennten Banden nach Blotting auf eine Membran feststellbar ist. Auch eine quantitative Glykanbestimmung ist möglich. Eine genaue Identifzierung der Kopplungsstelle auf dem Protein ist durch Peptid-Mapping und/oder MALDI-TOF- Massenspektroskopie bzw. Elektrosprayionisation-Massenspektroskopie möglich. Auf diese Weise kann die Kopplung optimiert und die Molekulargewichtsverteilung sowie möglicherweise (z.B. bei unterschiedlicher Reaktivität der reaktionsfähigen Gruppen auf dem Protein) sogar die Kopplungsstelle der Produkte vorbestimmt werden.
Die Konjugate der vorliegenden Erfindung können gegebenenfalls als solche oder in Form einer pharmazeutischen Zusammensetzung zur prophylaktischen oder therapeutischen Behandlung des menschlichen oder tierischen Körpers eingesetzt werden.
Derartige Zusammensetzungen umfassen eine pharmazeutisch wirksame Menge eines erfindungsgemäßes Konjugats als aktiven Bestandteil sowie einen pharmazeutisch geeigneten Träger und gegebenenfalls andere therapeutische bzw. galenische Bestandteile oder Hilfsstoffe. Hilfsstoffe können z.B. Verdünnungsmittel, Puffer, Geschmacksmittel, Bindemittel, oberflächenaktive Mittel, Verdickungsmittel, Gleitmittel, Konservierungsstoffe (einschließlich Antioxidantien) sowie Substanzen einschließen, die dazu dienen, die Formulierung mit dem Blut des vorgesehenen Empfängers isotonisch zu machen. Eine pharmazeutisch wirksame Menge ist diejenige Menge, welche ausreicht, um bei einmaliger oder mehrmaliger Verabreichung im Rahmen einer Behandlung zur Erleichterung, Heilung oder Verhütung eines Krankheitszustands eine gewünschte positive Wirkung zu entfalten. Ein pharmazeutisch annehmbarer Träger ist ein Träger, der sowohl mit dem Arzeimittelwirkstoff als auch mit dem Körper des Patienten kompatibel ist.
Die Form der Zusammensetzung wird je nach dem gewünschten bzw. geeigneten Verabreichungsweg variieren. Ein bevorzugter Weg ist die parenterale Verabreichung, z.B. eine subkutane, intramuskuläre, intravenöse, intraarterielle, intraartikuläre, intra- 83
17 thekale, extradurale Injektion bzw. gegebenenfalls Infusion. Ebenfalls möglich ist eine intranasale, intratracheale oder topische Applikation. Eine topische Applikation von erfindungsgemäß konjugierten Wachstumfaktoren könnte beispielsweise die Wundheilung beschleunigen. Die pharmazeutischen Zusammensetzungen können günstigerweise in Form einer Dosierungseinheit dargeboten werden und nach irgendeinem der auf dem Gebiet der Pharmazie wohlbekannten Verfahren hergestellt werden.
Die Konjugate der vorliegenden Erfindung können auch auf allen anderen Gebieten eingesetzt werden, bei denen andere Protein-Polymer-Konjugate, z. B. PEG-Protein- Konjugate, zur Anwendung kamen. Einige spezielle, nicht beschränkende Beispiele sind die Verwendung eines HAS-Protein-Konjugats als immobilisierter Katalysator oder Reaktionspartner für eine Reaktion in heterogener Phase oder als Säulenmaterial für die (Immun)affinitätschromatographie. Weitere Anwendungsmöglichkeiten werden für den Fachmann in Kenntnis der hier offenbarten Eigenschaften der erfindungsgemäßen HAS-Protein-Konjugate unschwer ersichtlich sein. Die folgenden Beispiele sollen die Erfindung näher erläutern, ohne diese jedoch darauf zu beschränken. Insbesondere können analoge Reaktionen auch mit Hydroxy methylstärke und Hydroxypropylstärke durchgeführt und ähnliche Ergebnisse erzielt werden.
BEISPIEL 1
Selektive Oxidation von Hydroxyethylstärke (HES) mit lod
In einem Rundkolben wurden 10 g HES-130 kD in 12 ml entionisiertem Wasser unter Erwärmen gelöst. Zu dieser Lösung wurden 2 ml einer I2-Lösung (0.1 N) gegeben. Eine Pipette mit 2 ml 1.0 N NaOH wurde mit dem Kolben über ein 2-Wege- Verbindungsstück verbunden und die NaOH-Lösung mit ca. 1 Tropfen pro 4 Minuten zugetropft. Nach Zugabe von ungefähr 0.2 ml der NaOH-Lösung war die Lösung entfärbt, zu diesem Zeitpunkt wurde eine zweite Portion von 2 ml 0.1 N lodlösung zugegeben. Die Reaktion war nach Zugabe von insgesamt 14 ml lodlösung und 2.8 ml NaOH-Lösung beendet. Die Reaktionsmischung wurde anschließend gegen entionisiertes Wasser dialysiert. Lactonisierung:
Die teilweise entsalzte Lösung wurde einer Chromatographie an einer Kationenaustauschersäule (Amberiite IR-120, H+-Form) unterzogen, um die Aldonatgruppen in Aldonsauregruppen umzuwandeln. Anschließend wurde das Wasser durch Lyophilisation entfernt und so die Lactonform erhalten. -
Bestimmung des Oxidationsgrades:
Zu jeweils 1 ml Probenlösung werden unter N2-Atmosphäre 1 ml alkalisches Kupferreagenz (3.5 g Na2P04, 4.0 g K-Na-Tatrat in 50 ml H2O, dazu 10 ml 1 N NaOH, 8.0 ml 10%iger (Gew./Vol.) CuS04-Lösung und 0.089 g K-Iodat in 10 ml H2O, nach Zugabe von 18 g Na-Sulfat auf 100 ml auffüllen) pipettiert. Es wird 45 Minuten bei 100 °C erhitzt. Nach Abkühlen werden 0.2 ml 2.5%iger Kl-Lösung und 0.15 ml 1 M H2S04 addiert. Nach 5 Min. wird mit 1 Tropfen Phenolrot-Indikatorlösung (1% Gew. Vol.) versetzt und mit 5 mM Na2S203-Lösung bis zum Verschwinden der Farbe titriert. Aus dem Verbrauch an Titrationsmittel läßt sich die Konzentration nichtumgesetzter Aldehydgruppen berechnen.
Es wurde eine annähernd quantitative Ausbeute erzielt (>98%). Hydroxyethylstärken mit höherer molarer Masse (z.B. 130 kD, 250 kD, 400 kD) konnten, genauso wie Hydroxyethylstärken mit niedrigerer molarer Masse (z.B. 10 kD, 25 kD, 40 kD), nach dieser Vorschrift in ähnlich hohen Ausbeuten oxidiert werden.
BEISPIEL 2
Selektive Oxidation von HES mit Cu2+-lonen
Unter Erwärmen wurde eine Lösung von 0.24 mMol HES-130 kD in 10 ml entionisiertem Wasser hergestellt. Diese Lösung wurde in einem 100-ml-Rundkolben auf eine Temperatur von 70-80 °C erhitzt und mit 1.17 mMol stabilisiertem Cu2+ (z.B. Rochelle- Salz als Stabilisator oder andere Stabilisatoren) und wässriger verd. NaOH-Lösung versetzt (Endkonzentration 0.1 N NaOH). Danach wurde die Temperatur auf 100 °C erhöht und die Reaktion solange laufen lassen, bis eine rötliche Farbe entstanden war. Die Reaktion wurde gestoppt und die Reaktionsmischung auf 4°C abgekühlt. Der rötliche Niederschlag wurde durch Filtration entfernt. Das Filtrat wurde gegen T EP03/02083
19 entionisiertes Wasser dialysiert und anschließend wie in Beispiel 1 in das Lacton umgewandelt und lyophilisiert. Die Oxidation verlief quantitativ (Ausbeute >99%). Nach dieser Methode Hessen sich auch niedermolekulare HES (z.B. HES-10 kD, HES- 25 kD, HES-40 kD) und höhermolekulare HES-Spezies oxidieren.
BEISPIEL 3
Kopplung von selektiv oxidierter hochmolekularer HES (ox-HES-130 kD) an Humanserumalbumin (HSA)
In einem Rundkolben mit Magnetrührer wurden 4.3 g ox-HES-130 kD und 200 mg HSA (Sigma, Taufkirchen) unter leichtem Erwärmen vollständig in Wasser gelöst. Zu dieser Lösung wurden 30 mg Ethyldimethylaminopropylcarbodiimid (EDC), gelöst in Wasser, zugegeben. Nach 2 h unter sehr mäßigem Rühren wurde eine zweite Portion von 30 mg EDC zugegeben. Nach weiteren zwei Stunden unter sehr mäßigem Rühren wurde eine dritte Portion von 40 mg des Carbodiimids zugegeben. Die Reaktionsmischung wurde unter diesen Bedingungen über Nacht belassen, 15 h lang gegen destilliertes Wasser dialysiert und lyophilisiert. Der Erfolg der Kopplung wurde mittels Gelpermeationschromatographie, SDS-PAGE und kohlenhydrat- spezifischer Färbung (Glyco-Dig-Kit von Roche-Boehringer, Basel) nach Blotting auf eine PVDF-Membran nachgewiesen. Die Ausbeute an Kopplungsprodukt betrug ca. 90%.
BEISPIEL 4
Kopplung on selektiv oxidierter niedermolekularer HES (ox-HES-10 kD) an Humanserumalbumin (HSA)
In einem Rundkolben mit Magnetrührer wurden 7.4 g ox-HES-10 kD und 50 mg HSA vollständig in Wasser gelöst. Die Reaktion wurde nach dem oben beschriebenen Verfahren für hochmolekulare HES durchgeführt, wobei insgesamt 282 mg EDC in drei Aliquots zugegeben wurden. Die Reaktionsmischung wurde ebenfalls dialysiert und lyophilisiert wie oben beschrieben. Die Analyse (wie oben) zeigte, dass Kopplungsprodukt erhalten wurde, jedoch waren die Ausbeuten etwas niedriger als bei der Kopplung mit hochmolekularer ox-HES. BEISPIEL 5
Kopplung von ox-HES-130 kD an Myoglobin (Mb)
4.3 g ox-HES-130 kD wurden vollständig in Wasser (6-7 ml) gelöst und anschließend 100 mg Mb (Sigma, Taufkirchen), gelöst in 10 ml 0.1 M Phosphatpuffer (pH 7.0), zugegeben. Die Kopplungsreaktion wurde durch Zugabe von 30 mg EDC gestartet. Die Zugabe von EDC wurde alle 2 Stunden wiederholt, bis insgesamt 90 mg des Carbodiimids verbraucht waren. Die Reaktionsmischung wurde anschließend gegen 50 mM Phosphatpuffer, pH 7.0, dialysiert und lyophilisiert. Die GPC zeigte einen eindeutigen Produktpeak, der im Ausschlussvolumen bei 450 nm detektiert wurde. Aus diesem konnte eine Kopplungsausbeute von 88% berechnet werden. Die Sauerstoffbindungskapazität des hesylierten Myoglobins betrug ca. 76% der Bindungskapazität des unmodifizierten Mb.
BEISPIEL 6
Kopplung von ox-HES-10 kD an Superoxiddismutase (SOD)
Ein Volumenteil einer wäßrigen Lösung von ox-HES-10 kD (1.05 g/ml) wurde mit einem Volumenteil einer 7 mg/ml SOD-Lösung (Sigma, Taufkirchen) in 50 mM Phosphatpuffer, pH 7.6, bei Raumtemperatur inkubiert. Die Kopplungsreaktion wurde durch Zugabe von 280 mg EDC in 5 Portionen über einen Zeitraum von 24 h initiiert. Der Reaktionsverlauf wurde durch GPC-Analytik in Phosphatpuffer und Detektion bei 280 nm verfolgt. Nach 24 h wurden 81% des Proteins im hochmolekularen Bereich der Trennsäule gefunden und die Reaktion nach dieser Zeit abgebrochen. Die Reaktionsmischung wurde einer Diafiltration mit einer 30-kD-Membran unterzogen und anschließend lyophilisiert. Massenspektrometrische Analyse des Produktes zeigte im Mittel ein molares Verhältnis von HES zu Protein von ca. 3:1.
BEISPIEL 7
Kopplung von ox-HES-130 kD an Streptokinase (SK)
3.8 g ox-HES-130 kD wurden zusammen mit 35 mg Streptokinase (Sigma, Taufkirchen) in möglichst wenig 50 mM Phosphatpuffer, pH 7.2, gelöst. Bei Raumtemperatur wurden 46.5 mg EDC und 20 mg 1-Hydroxybenzotriazol-Hydrat (HOBt) zugegeben und Reaktion für insgesamt 24 h unter leichtem Rühren gehalten. Nach Dialyse und Gefriertrocknung wurden nach GPC-Analyse ca. 78% des Proteins als HES-Konjugat gefunden. In der SDS-PAGE war mit Silberfärbung eine deutliche Erhöhung der molaren Masse der Streptokinase zu beobachten. Parallel dazu konnten in der hochmolekularen Bande Kohlenhydrat-Strukturen mit der Digoxigenin- Methode eindeutig nachgewiesen werden.
BEISPIEL 8
Kopplung von ox-HES-130 kD an humanes lnterleukin-2 (IL-2)
45 mg ox-HES-130 kD wurden in 0.5 ml 50 mM Na-Phosphat-Puffer, pH 6.5, unter leichtem Erwärmen vollständig gelöst. Nach Zugabe von 0.25 mg humanem IL-2 (Sigma, Taufkirchen), wodurch die Lösung opak wurde, wurde bei Raumtemperatur 4-6 h gerührt. Anschließend wurden 5 mg EDC in 4 Portionen mit jeweils 2 h Zeitdifferenz zugegeben und über Nacht weitergerührt, wobei eine klare Lösung entstand. Analyse mit GPC ergab ca. 65% Kopplungsausbeute. l
BEISPIEL 9
Kopplung von ox-HES-25 kD an humanen Tumornekrosefaktor (TNFα)
Zu 86 mg ox-HES-25 kD in ca. 0.4 ml 0.1 M Phosphatpuffer (pH 7.0) wurden 0.3 mg hTNFα (Sigma, Taufkirchen) gegeben. Die trübe Lösung wurde für ca. 2 h gerührt bevor 1 mg EDC und 0.5 mg HOBt zugegeben wurden. Es wurde für ca. 6 h weitergerührt, wobei die Lösung im Laufe der Reaktionszeit klar wurde. Das Kopplungsprodukt wurde durch Ultrafiltration und Gefriertrocknung isoliert und mittels GPC und Detektion bei 280 nm analysiert. Dabei wurde eine Kopplungsausbeute von annähernd 74% gefunden.
BEISPIEL 10
Kopplung von ox-HES-130 kD an "Glucagon-like Peptide" (GLP-1)
In einem möglichst geringen Volumen Wasser wurden 7.4 g ox-HES-130 kD unter Erwärmen und leichtem Rühren gelöst. Dazu wurde eine Lösung von 10 mg GLP-1 in der Amid-Form (Bachern, Schweiz) in 50 mM Phosphatpuffer, pH 7.4, pipettiert. Die Reaktion wurde durch Zugabe von 35 mg EDC gestartet und für 2 h vorsichtig gerührt. Dies wurde noch 2x wiederholt, da nach dieser Zeit in der GPC-Analyse bei 280 nm kein Peptid-Peak mehr zu erkennen war, d.h., eine annähernd vollständige Umsetzung zum Kopplungsprodukt stattgefunden hatte. Dieses Kopplungsprodukt wurde mit einer 30 kD-Membran diafiltriert und aus Phosphatpuffer-Lösung lyophilisiert. Aus den Ergebnissen einer MALDI-Massenspektroskopie konnte auf eine 1:1-Stöchiometrie zwischen Peptid und HES geschlossen werden.
Beispiel 11
Kopplung von hochmolekularer HES (HES-130 kD) an Humanserumalbumin (HSA)
9.75 g HES-130 kD wurden vollständig in Wasser (6-7 ml) gelöst und anschließend 50 mg HSA, gelöst in 1 ml 0.1 M Phosphatpuffer (pH 7.4), zugegeben. Die Reaktionsmischung wurde mit einem Magnetrührer gerührt. Die Lösung wurde dann mit NaBH3CN (50-70 mg) gemischt und einige Minuten leicht gerührt. Die Lösung wurde weiter alle zwei Stunden für 15 Minuten gerührt. Danach wurde ein weiteres Aliquot von NaBH3CN (etwa 50 mg) zugegeben. Am Ende (nach fast 36 h Reaktionszeit) war eine Gesamtmenge von 285 mg NaBH3CN eingesetzt worden. Die Lösung wurde dann dialysiert und lyophilisiert. Die Analyse erfolgte wie in Beispiel 4 beschrieben. Die Kopplungseffizienz betrug etwa 65%.
Beispiel 12
Kopplung von niedermolekularer HES (HES-10 kD) an Humanserumalbumin (HSA)
4.5 g HES wurden vollständig in Wasser (4-5 ml) gelöst und dann 50 mg HSA, gelöst in 1 ml 0.1 M Phosphatpuffer (pH 7.4), zugegeben. Als die Lösung klar war, erforderlichenfalls durch Rühren mit einem Magnetrührer bewirkt, wurde NaBH4 (50- 70 mg) zugegeben und unter leichtem Rühren eingemischt. Die Lösung wurde ohne Rühren zwei Stunden lang stehengelassen und dann alle zwei Stunden für 15 Minuten gerührt, wie bei der Reaktion mit hochmolekularer HES. Als die Lösung keine Blasen (H2-Entwicklung) mehr zeigte, wurde ein weiteres Aliquot von NaBH4 (etwa 50 mg) zugegeben. Am Ende war eine Gesamtmenge von 180 mg NaBH4 eingesetzt worden. Die Lösung wurde dann dialysiert und lyophilisiert. Die Analyse erfolgte mittels Gelpermeationschromatographie (GPC), die Ausbeute lag bei ca. 15%.
BEISPIEL 13
Kopplung von HES-40 kD an Asparaginase
3.0 g HES-40 kD wurden vollständig in Wasser (ca. 4 ml) gelöst. Dazu wurde eine Lösung von 80 mg Asparaginase (Sigma, Taufkirchen) in 6 ml 0.1 M Boratpuffer, pH 9.0, gegeben und solange gerührt bis die Reaktionsmischung klar war. Anschließend wurde die Temperatur auf 37 °C erhöht und nach 2 h ca. 50 mg NaBH3CN zugegeben. Dieser Reaktionszyklus wurde noch 3x wiederholt. Zur Aufarbeitung des Produkts wurde die Reaktionsmischung gegen 0.1 M Phosphatpuffer, pH 7.4, dialysiert. Die Ausbeute an Kopplungsprodukt betrug ca. 61%, wobei ca. 73% der Asparaginaseaktivität wiedergefunden werden konnten.
BEISPIEL 14
Kopplung von HES-130 kD an humanes lnterleukin-2 (IL-2)
50 mg HES-130 kD wurden vollständig in Wasser (ca. 0.2 ml) gelöst. Dazu wurde eine Suspension von 0.25 mg humanes IL-2 (Sigma, Taufkirchen) in 0.2 ml 0.1 M Boratpuffer, pH 9.0, gegeben und solange gerührt, bis die Reaktionsmischung klar war (4 h). Im Abstand von je 4 h wurden jeweils 1 mg NaBH3CN zugegeben und weitergerührt. Nach weiteren 24 h Reaktionszeit wurde gegen 0.1 M Phosphatpuffer, pH 7.4, dialysiert und lyophilisiert. Die Ausbeute an Kopplungsprodukt betrug nach Analyse durch GPC ca.42%.
BEISPIEL 15
Kopplung von HES-130 kD an Insulin
4.0 g HES-130 kD wurden vollständig in Wasser (ca. 6 ml) gelöst. Dazu wurden 55 mg Insulin aus Rinderpankreas (Sigma, Taufkirchen) in 7.5 ml 0.1 M Boratpuffer, pH 9.0, gegeben und für ca. 24 h bei 37 °C gerührt. Das Reduktionsmittel NaBH3CN (60 mg in 30 ml) wurde über einen Zeitraum von 8 h langsam zugetropft. Anschließend wurde für weitere 24 h gerührt und die Reaktionsmischung durch Ultrafiltration (30 kD) von Salzen und nicht umgesetzten Reagentien befreit. Durch Lyophilisation wurde ein stabiles Kopplungsprodukt erhalten. Ca. 55% des eingesetzten Insulins wurden als HES-Konjugat wiedergefunden.
BEISPIEL 16
Kopplung von ox-HES-130 kD an Superoxiddismutase (SOD)
130 mg ox-HES-130 kD wurden vollständig in 6 ml PBS pH 6 gelöst und anschließend 10 mg SOD (Röche, Mannheim) gelöst in 1 ml PBS pH 6 zugegeben. Die Kopplungsreaktion wurde gestartet durch Zugabe von 10 mg EDC. Die Zugabe von EDC wurde alle 3 h wiederholt bis 39 mg des Carbodiimids verbraucht waren. Die Reaktionskontrolle erfolgte mittels GPC bei 258 nm. Nach 24 h wurden 50 % des Proteins im hochmolekuren Bereich der Trennsäule gefunden und die Reaktion abgebrochen. Die Reaktionsmischung wurde gegen 25 mM Phosphatpuffer pH 7.2 dialysiert und lyophilisiert. Die SOD-Aktivität betrug 95 % der Ausgangsaktivität. Die Bestimmung der Massenverteilung von HES-Protein-Proben mittels GPC- Lichtstreukopplung ergab ein molares Verhältnis von HES zu Protein von 1 :1.
BEISPIEL 17
Kopplung von ox-HES 70 kD an Glucagon
In einem Rundkolben wurden Glucagon (66 x 10"9 mol, 0.23 mg), oxHES 70 kD (6.6 x 10"6 mol, 123 mg) in Phosphat-Puffer (1 ml, pH 5) gelöst. In Zeitabständen von 1 h wurden 26 mg EDC in 10 Portionen hinzugegeben. Nach einer Reaktionszeit von 24 h, wurde die Reaktion durch Zugabe von 10 ml Wasser abgebrochen. Das Kopplungsprodukt wurde durch nach Dialyse gegen Wasser durch GPC und lonenaustauschchromatographie aufgereinigt . Nach Gefriertrocknung erhielt man 88 mg weißes Kopplungsprodukt (73 %).

Claims

PATENTANSPRÜCHE
1. Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugat, dadurch gekennzeichnet, dass die bindende Wechselwirkung zwischen dem Hydroxyalkylstärkemolekül und dem Protein auf einer kovalenten Bindung beruht, welche das Ergebnis einer Kopplungsreaktion zwischen (i) der endständigen Aldehydgruppe oder einer aus dieser Aldehydgruppe durch chemische Umsetzung hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls und (ii) einer mit dieser Aldehydgruppe oder daraus hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls reaktionsfähigen funktionellen Gruppe des Proteins ist, wobei die bei der Kopplungsreaktion unmittelbar resultierende Bindung gegebenenfalls durch eine weitere Reaktion zur oben genannten kovalenten Bindung modifiziert sein kann. . Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die aus der endständigen Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls durch chemische Umsetzung hervorgegangene funktionelle Gruppe eine der funktionellen Gruppen eines bifunktionellen Linkermoleküls ist, mit dem die endständige Aldehydgruppe umgesetzt wurde. . Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugat nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß die reaktionsfähige funktionelle Gruppe des Proteins eine der funktionellen Gruppen eines bifunktionellen Linkermoleküls ist, welches an das Protein gekoppelt wurde. . Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugat nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß die reaktionsfähige funktionelle Gruppe des Proteins durch rekombinante Veränderung der ursprünglichen Aminosäuresequenz in das Protein eingeführt wurde. . Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugat nach Anspruch 1, 3 oder 4, dadurch gekennzeichnet, dass die kovalente Bindung das Ergebnis einer Kopplungsreaktion zwischen einer durch selektive Oxidation der endständigen Aldehydgruppe gebildeten Carboxylgruppe oder aktivierten Carboxylgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls und einer primären Aminogruppe oder Thiolgruppe des Proteins ist.
Konjugat nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass die kovalente Bindung eine Amidbindung ist, welche das Ergebnis einer Kopplungsreaktion zwischen einem durch selektive Oxidation der endständigen Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls gebildeten aktivierten Carboxylgruppe und einer primären Aminogruppe des Proteins ist.
Konjugat nach Anspruch 1 , 3 oder 4, dadurch gekennzeichnet, dass die kovalente Bindung eine Aminbindung ist, welche das Ergebnis einer Kopplungsreaktion zwischen der endständigen Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls und einer primären Aminogruppe des Proteins unter Bildung einer Schiff sehen Base und der Reduktion der Schiff'schen Base zum Amin ist.
Konjugat nach einem der Ansprüche 1 bis 7, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül ein Molekulargewicht im Bereich von etwa 4 bis etwa 1000 kD aufweist.
Konjugat nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül ein Molekulargewicht von etwa 4 bis etwa 50 kD aufweist.
Konjugat nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül ein Molekulargewicht von etwa 70 bis etwa 1000 kD aufweist.
Konjugat nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül ein Molekulargewicht von etwa 130 kD aufweist.
Konjugat nach einem der Ansprüche 1 bis 11 , dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül einen Substitutionsgrad von etwa 0,3 bis etwa 0,7 aufweist. Konjugat nach einem der Ansprüche 1 bis 12, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül ein Verhältnis der C2- zu C6-Substitution von 8 bis 12 aufweist.
Konjugat nach einem der Ansprüche 1 bis 13, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydroxyalkylstärkemolekül ein Hydroxyethylstärkemolekül ist.
Konjugat nach einem der Ansprüche 1 bis 14, dadurch gekennzeichnet, dass das Protein eine regulatorische oder katalytische Funktion, eine Signal- vermittlungs- oder Transportfunktion oder eine Funktion bei der Immunreaktion oder Auslösung einer Immunreaktion besitzt.
Konjugat nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, dass das Protein aus der Gruppe aus Enzymen, Antikörpern, Antigenen, Transportproteinen, Bioadhäsionsproteinen, Hormonen und Prohormonen, Wachstumsfaktoren und Wachstumsfaktor-Rezeptoren, Cytokinen, Rezeptoren, Suppressoren, Aktivatoren, Inhibitoren oder einem funktionellen Derivat oder Fragment davon ausgewählt ist.
Konjugat nach Anspruch 15 oder 16, dadurch gekennzeichnet, dass das Protein α-, ß- oder γ-lnterferon, ein Interieukin, ein Serumprotein, z.B. Albumin oder ein Gerinnungsfaktor, Erythropoietin, Myoglobin, Hämoglobin, ein Plasminogenaktivator, BCGF, BDGF, EGF, FGF, NGF, PDGF, BDNF, CNTF, TGF-α, TGF-ß, ein Kolonie-stimulierender Faktor, ein BMP, Somatomedin, Somatotropin, Somatostatin, Insulin, Gonadotropin, α-MSH, Triptorelin, Prolactin, Calcitonin, Glucagon, ein Glucagon-ähnliches Peptid, z.B. GLP-1 oder GLP-2, Exendin, Leptin, Gastrin, Secretin, ein Integrin, ein Hypo- thalamushormon, z.B. ein ADH, Oxytocin, ein Liberin oder Statin, ein Schilddrüsenhormon, z.B. Thyroxin, Thyrotropin, Thyroliberin, ein Wachstumshormon, z.B. Human-Wachstumshormon, LH, FSH, ein Pigmenthormon, TNF- α oder TNF-ß, Hirudin, ein Lipoprotein oder Apo-Lipoprotein, z.B. Apo-B, Apo- E, Apo-La, ein Oligolysin-Protein, ein RGD-Protein, ein Lektin oder Ricin, Bienengift oder ein Schlangengift, ein Immunotoxin, Ragweed-Allergen, Antigen E, ein Immunglobulin, oder ein Rezeptor für eines dieser Proteine oder ein funktionelles Derivat oder Fragment eines dieser Proteine oder Rezeptoren ist.
Konjugat nach Anspruch 15 oder 16, dadurch gekennzeichnet, daß das Protein ein Enzym ist, welches aus einer Asparaginase, Arginase, Arginindeaminase, Adenosindeaminase, Glutaminase, Glutaminase- Asparaginase, Phenylalaninammoniumlyase, Tryptophanase, Tyrosinase, Superoxiddismutase, Endotoxinase, Catalase, Peroxidase, Kallikrein, Trypsin, Chymotrypsin, Elastase, Thermolysin, einer Lipase, Uricase, Adenosin- diphosphatase, Purinnukleosidphosphorylase, Bilirubinoxidase, Glucose- oxidase, Glucodase, Gluconatoxidase, Galaktosidase, Glucocerebrosidase, Glucuronidase, Hyaluronidase, Gewebefaktor, einem Gewebeplasminogen- aktivator, Streptokinase, Urokinase, einer MAP-Kinase, DNAse, RNAse, Lactoferrin, und funktionellen Derivaten oder Fragmenten davon ausgewählt ist.
Pharmazeutische Zusammensetzung, umfassend eine wirksame Menge eines Konjugats nach einem der Ansprüche 1 bis 18 sowie einen pharmazeutisch annehmbaren Träger und gegebenenfalls weitere Hilfs- und Wirkstoffe.
Verwendung eines Konjugats nach einem der Ansprüche 1 bis 18 oder einer Zusammensetzung nach Anspruch 19 zur therapeutischen oder präventiven Behandlung von Menschen oder Tieren.
Verfahren zur Herstellung eines Hydroxyalkylstärke-Protein-Konjugats nach einem der Ansprüche 1 bis 18, dadurch gekennzeichnet, dass in wäßriger Lösung eine Kopplungsreaktion zwischen der endständigen Aldehydgruppe oder einer aus dieser Aldehydgruppe durch chemische Umsetzung hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls und einer mit dieser Aldehydgruppe oder daraus hervorgegangenen funktionellen Gruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls reaktionsfähigen funktionellen Gruppe des Proteins durchgeführt wird und die bei der Kopplungsreaktion unmittelbar resultierende Bindung gegebenenfalls durch eine weitere Reaktion modifiziert wird.
Verfahren nach Anspruch 21, dadurch gekennzeichnet, dass das Reaktionsmedium der Kopplungsreaktion Wasser oder eine Mischung aus Wasser und einem organischen Lösungsmittel ist, wobei der Wasseranteil der Mischung mindestens 80%» beträgt.
Verfahren nach Anspruch 21 oder 22, dadurch gekennzeichnet, dass die endständige Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls durch selektive Oxidation in die entsprechende Carboxylfunktionalität überführt und diese anschließend unter Aktivierungsbedingungen in wäßriger Lösung mit einer freien Aminogruppe des Proteins umgesetzt wird, so dass das Hydroxyalkylstärkemolekül durch eine Amidbindung an das Protein gebunden wird.
Verfahren nach Anspruch 23, dadurch gekennzeichnet, dass die selektive Oxidation der Aldehydgruppe mit lod oder Metallionen in wäßriger basischer Lösung durchgeführt wird.
Verfahren nach Anspruch 23 oder 24, dadurch gekennzeichnet, dass die Kopplungsreaktion in Gegenwart eines Carbodiimids durchgeführt wird.
Verfahren nach Anspruch 25, dadurch gekennzeichnet, dass das Carbodiimid 1-(3-Dimethylaminopropyl)-3-ethylcarbodiimid (EDC) ist.
Verfahren nach Anspruch 21 oder 22, dadurch gekennzeichnet, dass die endständige Aldehydgruppe des Hydroxyalkylstärkemoleküls mit einer freien Aminogruppe des Proteins unter Bildung einer Schiff sehen Base gekoppelt wird und die gebildete Schiff sehe Base zum Amin reduziert wird, so dass das Hydroxyalkylstärkemolekül durch eine Aminbindung an das Protein gebunden wird. Verfahren nach Anspruch 27, dadurch gekennzeichnet, dass sowohl Kopplung als auch Reduktion in wäßriger Lösung stattfinden.
Verfahren nach Ansprüche 27 oder 28, dadurch gekennzeichnet, dass das Reduktionsmittel Natriumborhydrid, Natriumcyanoborhydrid oder ein organischer Borkomplex ist.
Verfahren nach einem der Ansprüche 27 bis 29, dadurch gekennzeichnet, dass die Kopplungs- und Reduktionsreaktionen gleichzeitig durchgeführt werden.
Verfahren zur Herstellung von selektiv an der endständigen Aldehydgruppe oxidierter Hydroxyalkylstärke, dadurch gekennzeichnet, dass die Hydroxyalkylstärke in einem Molverhältnis von lod zu HAS von 2:1 bis 20:1 in wäßriger basischer Lösung umgesetzt wird.
Verfahren nach Anspruch 31, dadurch gekennzeichnet, dass das Molverhältnis von lod zu HAS etwa 5:1 bis 6:1 beträgt.
Verfahren nach Anspruch 31 , dadurch gekennzeichnet, dass a) eine Menge von Hydroxyalkylstärke in warmem destilliertem Wasser gelöst wird und etwas weniger als 1 Moläquivalent wäßriger lodlösung zugegeben wird, b) NaOH-Lösung in einer molaren Konzentration, die etwa das 5-15fache der lodlösung beträgt, langsam tropfenweise in Abständen von mehreren Minuten der Reaktionslösung zugegeben wird, bis die Lösung nach der Zugabe beginnt, wieder klar zu werden, c) erneut etwas weniger als 1 Moläquivalent wäßriger lodlösung der Reaktionslösung zugegeben wird, d) das Zutropfen der NaOH-Lösung wieder aufgenommen wird, e) die Schritte b) bis d) solange wiederholt werden, bis etwa 5,5-6 Moläquivalente lodlösung und 11-12 Moläquivalente NaOH-Lösung, bezogen auf die Hydroxyalkylstärke, zugegeben worden sind, f) die Reaktion dann abgebrochen und die Reaktionslösung entsalzt und einer Kationenaustauschchromatographie unterworfen und das Reaktionsprodukt durch Lyophilisierung gewonnen wird.
Verfahren nach Anspruch 33, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei der wäßrigen lodlösung um eine etwa 0,05 - 0,5 N lodlösung handelt.
Verfahren nach Anspruch 33 oder 34, dadurch gekennzeichnet, dass die molare Konzentration der NaOH-Lösung etwa das 10fache der lodlösung beträgt.
Verfahren zur Herstellung von selektiv an der endständigen Aldehydgruppe oxidierter Hydroxyalkylstärke, dadurch gekennzeichnet, dass die HAS in wäßriger alkalischer Lösung mit einem molaren Überschuß an stabilisierten Metallionen, ausgewählt aus Cu2+-lonen und Ag+-lonen, oxidiert wird.
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